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나비목에서 불투명한 녹색의 원인은 무엇입니까?

나비목에서 불투명한 녹색의 원인은 무엇입니까?


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곤충의 '불투명한' 채색이 의미하는 바를 여기 링크합니다. 색상 강도는 빛의 강도와 각도의 변화에도 불구하고 일정하게 유지됩니다(그림에는 표시되지 않지만 나방은 현장에서 이를 나타냅니다). 이것은 색상 강도가 빛의 각도와 강도에 따라 변하는 Forester 나방(여기 이미지)과 같은 다른 나방의 '금속' 착색과 다릅니다.

R.F.를 읽음으로써 Chapman의 책('The Insects: Structure and Function'), 나는 금속 색상이 비늘의 미세 구조에 의해 생성된 간섭 패턴에 의해 발생한다는 것을 알고 있습니다. 책은 이것이 이 범주의 녹색을 포함하여 대부분의 고주파 색상이 생성되는 방식이라고 말합니다 . 분명히 나는 ​​이 색상을 줄 수 있는 안료를 찾았지만 곤충에서 생성되는 것을 찾지 못했습니다.

그래서 제 질문은: 곤충에 이 색을 주는 색소가 있습니까? 그렇다면 그것은 무엇입니까?


이 논문에 따르면 녹색 색소는 나비목에서 발견됩니다. 이 연구는 기하학과에 초점을 맞추었고 에메랄드 나방의 주요 색소인 헤미스토라 크리소프라사리아 Pseudoips prasinana의 2차 색소로도 발견됩니다. 저자들은 물질을 'Geoverdin'이라고 명명했으며 이것이 유충 단계에서 소비되는 엽록소의 파생물일 수 있다고 제안합니다. 나는 'geoverdin'이나 그것의 화학적 정체를 언급하는 더 이상의 연구를 찾을 수 없습니다.


추상적 인

라이트 트랩은 해충 개체군을 모니터링하고 관리하는 데 널리 사용됩니다. 2018년 말 가을거미벌레(FAW), 스포도프테라 프루기페르다, 곡물 생산에 큰 위협이 되는 윈난성을 통해 중국을 침략했습니다. FAW 나방에 대한 광 트랩의 효율성을 추정하기 위해 먼저 전사체를 사용하여 FAW에서 옵신 유전자를 확인했습니다. 계통발생학적 분석은 FAW의 4가지 옵신이 다른 Noctuidae 종의 옵신과 군집한 것으로 나타났습니다. 표현된 옵신 수준 S. 프루기페르다 보다 낮았다 헬리코버파 아르미게라, 두 종 사이에 다른 광전성 반응을 제안합니다. 그런 다음, 우리는 다음을 사용하여 FAW의 광전성 거동을 결정했습니다. H. 아미게라 중국에서 라이트 트랩을 사용하여 광범위하게 모니터링되고 관리되는 컨트롤입니다. 우리의 결과에 따르면 두 나방 종은 크게 다른 광전성 행동을 보였고 암컷과 수컷 FAW는 모두 더 빠른 비행 속도를 보였습니다. H. armigera. 이것은 FAW에 비해 FAW의 더 빠른 비행 용량 때문일 수 있습니다. H. armigera. 그러나 암컷과 수컷의 포획률은 S. 프루기페르다 에 비해 현저히 낮았다. H. 아미게라, 이는 옵신의 발현 수준과 일치했습니다. 이러한 결과는 의 긍정적인 광택성을 지원합니다. S. 프루기페르다 나방 및 제안 라이트 트랩은 해충을 모니터링하고 관리하는 데 사용할 수 있지만 효율성은 더 낮습니다. H. armigera.


소개

해양 갑각류 유충과 같은 원양 환경의 작은 동물의 경우, 그러한 특징이 없는 세계에서의 생존은 종종 눈에 띄지 않는 능력에 달려 있습니다. crypsis에 대한 이러한 강력한 선택을 감안할 때, 동물의 몸이 주변 환경에 시각적으로 융합되는 것을 촉진하는 개방 수역 서식지에서 여러 메커니즘이 진화했으며, 가장 주목할만한 것은 거울면(Denton et al., 1972 Johnsen and Sosik, 2003), 역조명입니다. (Clarke, 1963 Johnsen et al., 2004) 및 투명한 신체 조직 [Reviews of transparent (Breder, 1962 McFall-Ngai, 1990 Johnsen, 2001) 일반 원양 위장 메커니즘에 대한 리뷰 (Nilsson, 1995 Johnsen), 201 많은 갑각류 유충은 후자의 메커니즘에 대한 절묘한 예를 제공하며, 몸체가 너무 투명하여 유리로 만들어진 것처럼 보입니다. 겹눈은 이 동물에서 불투명한 안료를 포함하는 유일한 특징입니다. 갑각류 유충의 눈은 연장된 광학 요소와 응축된 망막으로 투명도를 높이도록 진화했지만(Nilsson, 1983), 시각적 장면의 해상도를 유지하기 위해 불투명한 스크리닝 색소가 광수용기 사이에 남아 있어야 합니다. 갑각류 유충 중 구족류는 특히 투명도를 극대화하는 데 효과적입니다. 종종 눈은 종에 따라 길이가 최대 40mm일 수 있는 구족류 유충 몸체에서 유일하게 보이는 특징입니다(Feller et al., 2013). 따라서 인간이 플랑크톤 양동이를 들여다보면, stomatopod 유충은 동물이 우주를 통과할 때 나란히 고정된 움직이는 검은 점 쌍으로만 보일 수 있습니다.

구족류 유충 눈 내의 설명되지 않은 구조는 여기에서 눈알이라고 하는 청색 또는 녹색 파장의 빛을 강하게 반사합니다(그림 1). 여기서 논의된 눈의 광택은 일부 갑각류 눈(예: 네프롭스 노베기쿠스) (Loew, 1976). 구족류 유충의 눈을 빛나게 하는 반사 물질을 주의 깊게 관찰한 결과, 눈의 광학층과 광수용체 층 사이에서 발견되는 광자 구조가 포함되어 있지만 광학 경로에는 없는 것으로 나타났습니다(그림 1C). 광수용체에 의해 흡수된 빛의 경로에서 눈부심의 부재(강력한 가동공의 존재로 입증됨)는 눈빛이 시각적 필터링 메커니즘으로 기능하지 않거나 그렇지 않으면 이러한 눈의 광수용에 영향을 미치는 작용을 하지 않는다는 것을 암시합니다. 우리는 종이나 단계(저자들의 개인적인 관찰)에 관계없이 현재까지 조사된 모든 구족 유충 눈에서 구구류 눈동자를 관찰했습니다(Williams et al., 1985 Cronin et al., 1995 Jutte et al., 1998 Cronin and Jinks, 2001). 구각류 유충 외부에서 브라큐란 게 유충(저자들의 개인 관찰)(Cronin and Jinks, 2001), 배아 및 유충 캐리디언 새우에서 눈동자의 존재가 관찰되었습니다.팔레모네테스 푸지오 (더글라스 앤 포워드, 1989) P. 아르헨티나 (Harzsch et al., 1999)], 미국 가재의 배아 [호마루 아메리카누스 (Harzsch et al., 1998)], 성체 등각류 아스타실라 롱기코니스 (Nilsson과 Nilsson, 1983). 감광성에 대한 명백한 역할이 없기 때문에 눈 빛은 대신 생성되는 눈에 띄는 망막에 대한 원양 위장 역할을 하는 것으로 가정됩니다(Nilsson and Nilsson, 1983 Douglass and Forward, 1989 Cronin et al., 1995 Jutte et al., 1998 Cronin). 및 Jinks, 2001). 갑각류 애벌레의 눈동자의 역할은 위장으로 여러 번 가정되었지만 그 가설은 공식적으로 검증된 적이 없습니다. 우리는 유충의 자연 관찰 환경에서 눈동자의 여러 구성 요소를 분석하여 눈동자 위장 가설을 테스트하려고했습니다. 실험실과 자연광 환경 모두에서 구구류 유충 아이샤인의 스펙트럼 반사율에 대한 이미징 및 분석을 통해 우리는 하루 중 다른 깊이, 방향 및 기간에서 애벌레 망막의 고유한 대비를 줄이는 데 아이샤인의 효능을 테스트했습니다. 이 데이터는 stomatopod 유충 eyeshine이 안구 위장 메커니즘으로 기능한다는 가설에 대한 확실한 지원을 제공합니다.

Stomatopod 애벌레 아이샤인. (A)의 사진 풀로스퀼라 토마시니 그리고 (나) 슈도스퀼라나 리체리 이 실험에 사용된 개인. 측면, 등쪽 및 복부 이미지 P. 토마시니 A에서는 이 종의 특징인 눈 전체에 걸친 눈의 밝기와 색상의 변화를 보여줍니다. (C) stomatopod 유충의 눈동자 생성을 담당하는 광자 구조의 추정 위치를 나타내는 다이어그램. PRL, 광수용체 층 Rh, 횡문 L, 렌즈 CC, 수정체 OL, 광학 층. 스케일 바, 500μm.

Stomatopod 애벌레 아이샤인. (A)의 사진 풀로스퀼라 토마시니 그리고 (나) 슈도스퀼라나 리체리 이 실험에 사용된 개인. 측면, 등쪽 및 복부 이미지 P. 토마시니 A에서는 이 종의 특징인 눈 전체에 걸친 눈의 밝기와 색상의 변화를 보여줍니다. (C) stomatopod 유충의 눈동자 생성을 담당하는 광자 구조의 추정 위치를 나타내는 다이어그램. PRL, 광수용체 층 Rh, 횡문 L, 렌즈 CC, 수정체 OL, 광학 층. 스케일 바, 500μm.


소개

150년 이상 전에 선구적인 진화 생물학자들은 먹이가 다른 물체를 모방하기 위해 색상, 모양 또는 기타 특성을 채택하여 포식자를 속이는 모방 현상을 확인했습니다(Bates, 1862 Wallace, 1865). 여러 유형의 모방 중에서 위장 또는 크립시스라고도 하는 은폐 모방은 먹이와 포식자 상호작용과 관련된 가장 흥미로운 특성 중 하나이며 오랫동안 많은 연구자의 관심을 끌었습니다(Prudic et al., 2007 Futahashi and Fujiwara, 2008 Li et al., 2015 Fujiwara 및 Nishikawa, 2016 Jin et al., 2019). Papilionidae, Pieridae, Nymphalid 및 Lycaenid과에 속하는 많은 나비 종의 번데기는 포식자를 피할 수 있도록 배경색과 일치하는 번데기의 신비한 색상을 나타냅니다 (Maisch and B࿌kmann, 1987 Jones et al., 2007). 대부분의 종의 번데기 파필리오 가족은 환경에 반응하여 녹색 또는 갈색을 보입니다(그림 1). Hidaka et al. (1959)는 갈색과 녹색 번데기가 파필리오 크수투스 같은 배경색을 가진 잔디에서 덜 먹혔는데, 이는 번데기 색 이형성이 포식자로부터 보호하는 데 효과적임을 시사합니다. 또한 온도, 상대 습도, 빛의 파장, 유충 성장 기간 동안 감지되는 광주기와 같은 일부 환경 요인이 일부 Papilionid 및 Lycaenid 종의 보호 번데기 착색에 영향을 미친다고 제안되었습니다(Ishizaki and Kato, 1956 B࿌kmann, 1960 Smith, 1978 Honda, 1981 Yamamoto et al., 2011). 그러나 P. xutus 그리고 P. 프로테너, 번데기의 색은 배경색에 의해 결정되지 않는 것으로 나타났다(Ohnishi and Hidaka, 1956).

그림 1. 이형 번데기 색 형성의 발달 과정 파필리오 나비. 보호 번데기의 몸 색깔은 환경 요인, 주로 촉각 자극(녹색은 부드러운 표면 자극, 갈색은 거친 표면 자극)에 반응하여 미리 결정된다는 가설이 있습니다. 전성기 단계. 내장 제거 타이밍을 0시간으로 설정하면 약 7시간 후에 띠 형성(거들링)이 발생하고 약 9시간 후에 앞다리가 풀리고 약 24시간 후에 번데기가 발생합니다. 번데기 착색은 번데기 탈피 후 시작되어 번데기 2일 후에 완료됩니다.

P. xutus, 대체 번데기 채색의 결정은 거들링(G) 전후 모두 중요한 시기에 받은 촉각 자극에 주로 의존합니다(Hiraga, 2006). 빛이 충분한 조건에서 이 시기에 잎이나 줄기와 같은 매끄러운 표면의 유충은 녹색 번데기가 됩니다(그림 1). 반면에 가지나 줄기와 같은 거친 표면의 유충은 갈색 번데기가 된다(그림 1). 거친 표면의 자극이 뇌로 전달되고 갈색의 일부 알려지지 않은 신경 펩티드(번데기 표피 멜라닌화 호르몬: PCMH라고 함)가 생성되어 유충 혈림프에 분비된다고 제안됩니다(Awiti and Hidaka, 1982).

나비 유충과 번데기의 대부분의 체색은 멜라닌, 빌린, 카로티노이드 및 관련 색소와 같은 다양한 화학 색소에 의해 만들어집니다. 우리의 이전 연구 파필리오 유충 색은 검정, 빨강, 파랑 및 노랑과 같은 각 채색과 여러 유전자의 특정 발현과의 연관성을 보여주었습니다. 멜라닌 관련 유전자의 발현, 티로신 수산화효소 (NS), 도파 탈탄산효소 (DDC), 노란색, 흑단, 탠 껍질, 그리고 라카제 2, 흑색 착색에 관여한다(Futahashi and Fujiwara, 2005, 2006, 2007, 2008 Futahashi et al., 2010, 2012). 표현 흑단 도파민을 전환시키는 유전자 N-베타 알라닐 도파민(NBAD)은 안구 특유의 붉은 색소 침착과 관련이 있습니다(Shirataki et al., 2010). 또한 세 가지 유충 패턴의 비교에서 파필리오 종 (크수투스, 마카온, 그리고 폴리테), 의 동시발현에 의해 녹색이 생성됨을 시사하였다. 빌린 결합 단백질 (BBP) (파란색) 및 황색 관련 유전자 (YRG) 또는 c로테노이드 결합 단백질 1 (CBP1) (Shirataki et al., 2010 Futahashi et al., 2012). 유생 색소 침착에 관한 이 정보는 유생 색소 침착에 관여하는 동일하거나 유사한 유전자 세트가 녹색 또는 갈색 번데기를 생산하는 데 사용됨을 시사합니다. 파필리오 번데기의 착색과 색소침착 유전자의 조절에 대한 자세한 기전은 아직 밝혀지지 않았다.

색소 침착 관련 유전자의 발현을 통해 녹색 및 갈색 번데기 착색이 어떻게 발생하는지 명확히하기 위해 여기에서 사용했습니다. P. 폴리테스 실험 모델로. 이 종을 사용하여 우리는 유충 표시 형성의 분자 메커니즘(Shirataki et al., 2010)과 암컷 특정 Batesian 모방(Iijima et al., 2018, 2019)을 연구했습니다. 우리는 또한 최근에 이 종의 전체 게놈 서열을 명확히 했습니다( Nishikawa et al., 2015), 번데기 착색과 관련된 유전자 조절 분석을 용이하게 했습니다. 또한 각 유전자의 기능적 역할에 대한 직접적인 증거를 제공할 수 있는 전기천공 매개 유전자 분석 방법(Ando and Fujiwara, 2013 Nishikawa et al., 2015)을 확립했습니다.

이 연구에서 우리는 먼저 녹색 및 갈색 번데기 착색에 대한 통제를 확립했습니다. P. 폴리테스 실험실 조건에서. 이 시스템을 사용하여 갈색과 녹색 번데기에서 번데기 색소의 시간적, 공간적 변화를 해부학적으로 지정했습니다. 우리는 녹색 및 갈색 번데기를 생성하는 색소 침착 유전자를 추가로 확인하고 전기 천공 매개 RNAi에 의한 색소 침착에서의 기능적 역할을 명확히했습니다. 우리는 일부 유전자가 녹색 또는 갈색 조건에서 특별히 유도된 번데기 색에 대한 발현 패턴을 나타내는 것을 발견했습니다. 이러한 유전자의 발현이 전기천공 매개 녹다운에 의해 감소되면 특정 착색이 차단됩니다. 우리는 여기에서 번데기의 녹색과 갈색 착색에 관여하는 유전자를 보고합니다. P. 폴리테스 나비목 중 번데기 보호 색상의 진화 과정을 조명합니다.


나비목에서 불투명한 녹색의 원인은 무엇입니까? - 생물학

이미지의 색상은 위성 기기가 측정한 빛의 종류에 따라 달라집니다. 트루 컬러 이미지는 가시광선&mdashred, 녹색 및 파란색 파장&mdash를 사용하므로 색상은 사람이 우주에서 보는 것과 유사합니다. 가색 이미지에는 적외선이 포함되어 예상치 못한 색상을 나타낼 수 있습니다. 트루 컬러 이미지에서 일반적인 특징은 다음과 같이 나타납니다.

물은 빛을 흡수하므로 일반적으로 검정색 또는 진한 파란색입니다. 퇴적물은 빛을 반사하고 물을 채색합니다. 부유 모래나 진흙이 조밀하면 물이 갈색으로 보입니다. 침전물이 분산됨에 따라 물의 색이 녹색으로 변한 다음 파란색으로 변합니다. 모래 바닥이 있는 얕은 물도 비슷한 효과를 낼 수 있습니다.

물 표면에서 반사되는 햇빛은 물을 회색, 은색 또는 흰색으로 만듭니다. sunglint로 알려진 이 현상은 물결 모양이나 유막을 강조할 수 있지만 침전물이나 식물성 플랑크톤의 존재를 가리기도 합니다.

Sunglint를 사용하면 카나리아 제도 주변의 바다 표면에서 현재 패턴을 볼 수 있습니다. (NASA 이미지 제공 Jeff Schmaltz LANCE/EOSDIS MODIS Rapid Response Team, GSFC.)

얼어붙은 물&mdash눈과 얼음&mdash는 흰색, 회색, 때로는 약간 파란색입니다. 먼지나 빙하 파편은 눈과 얼음을 황갈색으로 만들 수 있습니다.

식물

식물은 다양한 녹색 음영으로 나타나며 이러한 차이는 우주에서 본 실제 색상 보기에서 나타납니다. 초원은 옅은 녹색인 반면 숲은 매우 짙은 녹색입니다. 농업에 사용되는 토지는 종종 자연 식물보다 훨씬 밝은 색조를 띠고 있습니다.

일부 지역(고위도 및 중위도)에서는 식물의 색상이 계절에 따라 다릅니다. 봄 식물은 밀도가 높은 여름 식물보다 창백한 경향이 있습니다. 가을 식물은 빨간색, 주황색, 노란색이 될 수 있으며 황갈색 잎이 없고 시든 겨울 식물은 갈색입니다. 이러한 이유로 이미지가 수집된 시기를 아는 것이 도움이 됩니다.

미국 남동부의 그레이트 스모키 산맥을 덮고 있는 숲은 계절이 지남에 따라 갈색에서 녹색, 주황색, 갈색으로 변합니다. (NASA 이미지 제공 Jeff Schmaltz LANCE/EOSDIS MODIS Rapid Response Team, GSFC.)

바다에서 떠다니는 식물&mdashphytoplankton&mdash는 다양한 파란색과 녹색으로 물을 채색할 수 있습니다. 다시마 숲과 같은 수중 식물은 해안 물에 그림자 같은 검은색 또는 갈색 색조를 제공할 수 있습니다.

맨땅

벌거벗은 또는 매우 가볍게 초목이 자라는 땅은 일반적으로 갈색이나 황갈색의 약간의 그늘입니다. 색상은 토양의 미네랄 함량에 따라 다릅니다. 호주 아웃백과 미국 남서부와 같은 일부 사막에서 노출된 지구는 적철광(혈액과 같은 그리스어)과 같은 산화철을 포함하고 있기 때문에 빨간색 또는 분홍색입니다. 특히 건조한 호수 바닥에서 땅이 흰색이거나 매우 옅은 황갈색을 띠는 것은 소금, 규소 또는 칼슘 기반 광물 때문입니다. 화산 파편은 갈색, 회색 또는 검은색입니다. 새로 탄 땅도 짙은 갈색이나 검은색이지만 화상 흉터는 갈색으로 변하다가 시간이 지나면 사라집니다.

도시

조밀하게 지어진 지역은 일반적으로 콘크리트 및 기타 건축 자재의 농도로 인해 은색 또는 회색입니다. 일부 도시는 지붕에 사용되는 재료에 따라 더 갈색 또는 빨간색 톤이 있습니다.

Warsaw&rsquos의 현대적인 지역과 역사적인 지역 사이의 대조는 위성으로 쉽게 볼 수 있습니다. 새로운 Stadion Narodowy는 화려한 흰색입니다. &Sacuteródmie&sacutecie(Inner City)는 2차 세계 대전 이후 재건되었으며 대부분의 지역이 베이지색 또는 회색으로 나타납니다. 그러나 일부 이웃은 Stare Miasto(구시가지)의 빨간 타일과 녹색 구리 지붕과 같은 오래된 스타일의 건물로 재건되었습니다. (이미지 제공 NASA/USGS Landsat.)

대기

구름은 흰색과 회색이며 지상에서 볼 때와 같은 질감을 갖는 경향이 있습니다. 그들은 또한 구름의 모양을 반영하는 땅에 어두운 그림자를 드리웁니다. 높고 얇은 일부 구름은 그들이 드리우는 그림자로만 감지할 수 있습니다.

연기는 종종 구름보다 부드럽고 갈색에서 회색까지 다양합니다. 기름 화재로 인한 연기는 검은색입니다. 연무는 일반적으로 특징이 없고 옅은 회색 또는 거무스름한 흰색입니다. 짙은 연무는 불투명하지만 더 얇은 연무를 통해 볼 수 있습니다. 연기 또는 연무의 색상은 일반적으로 수분 및 화학 오염 물질의 양을 반영하지만 위성 이미지의 시각적 해석에서 연무와 안개의 차이를 구분하는 것이 항상 가능한 것은 아닙니다. 하얀 안개는 자연 안개일 수도 있지만 오염일 수도 있습니다.

구름, 안개, 연무 및 눈은 2013년 11월 1일 히말라야의 이 MODIS 이미지에서와 같이 위성 이미지에서 구별하기 어려운 경우가 있습니다. (이미지는 MODIS Worldview에서 수정했습니다.)

먼지는 출처에 따라 색상이 다양합니다. 대부분 약간 황갈색이지만 토양과 마찬가지로 미네랄 함량이 다르기 때문에 흰색, 빨간색, 짙은 갈색, 심지어 검은색이 될 수도 있습니다.

화산 기둥은 또한 분화 유형에 따라 모양이 다릅니다. 증기와 가스의 깃털은 흰색입니다. 애쉬 깃털은 갈색입니다. 재현탁된 화산재도 갈색입니다.

컨텍스트의 색상

위성 이미지를 보면 하나의 평평한 평면에서 위성과 지상 사이의 모든 것(구름, 먼지, 연무, 육지)을 볼 수 있습니다. 이것은 흰색 패치가 구름일 수도 있지만 눈 또는 염전 또는 sunglint일 수도 있음을 의미합니다. 컨텍스트, 모양 및 질감의 조합은 차이점을 구별하는 데 도움이 됩니다.

예를 들어, 구름이나 산에 의해 드리워진 그림자는 물, 숲 또는 불타버린 땅과 같은 다른 어두운 표면 특징으로 쉽게 오인될 수 있습니다. 다른 시간에 찍은 같은 영역의 다른 이미지를 보면 혼란을 제거하는 데 도움이 될 수 있습니다. 대부분의 경우 컨텍스트는 그림자의 모양을 이미지의 다른 기능과 비교하여 그림자&mdasha 구름 또는 산&mdash의 출처를 보는 데 도움이 됩니다.

북쪽 찾기

길을 잃었을 때 현재 위치를 파악하는 가장 간단한 방법은 친숙한 랜드마크를 찾아 해당 랜드마크를 기준으로 방향을 잡는 것입니다. 동일한 기술이 위성 이미지에도 적용됩니다. 북쪽이 어디인지 알면 그 산맥이 북쪽에서 남쪽으로 흐르는지 동쪽에서 서쪽으로 흐르는지, 도시가 강의 동쪽에 있는지 서쪽에 있는지 알 수 있습니다. 이러한 세부 정보는 지형지물을 지도와 일치시키는 데 도움이 될 수 있습니다. 지구 관측소에서 대부분의 이미지는 북쪽이 위를 향하도록 되어 있습니다. 모든 이미지에는 북쪽 화살표가 포함되어 있습니다.

사전 지식 고려

아마도 위성 이미지를 해석하는 가장 강력한 도구는 장소에 대한 지식일 것입니다. 작년에 산불이 숲을 태웠다는 것을 안다면, 숲의 짙은 갈색 패치는 화산의 흐름이나 그림자가 아니라 화상 흉터일 가능성이 있음을 쉽게 알아낼 수 있습니다.

Yosemite&rsquos Rim Fire로 불타버린 땅은 주변의 불타지 않은 갈색과 녹색 풍경에 비해 회색 갈색입니다. 타지 않은 땅과 타지 않은 땅을 구별하는 데 도움이 되는 이 링크된 지도를 참조하십시오. (USGS Earth Explorer의 Landsat 8 데이터를 사용한 Robert Simmon의 NASA 지구 천문대 이미지)

지역 지식이 있으면 사회 연구, 경제 및 역사(예: 인구 증가, 운송, 식량 생산)에서 지질학(화산 활동, 구조론), 생물학 및 생태학(예: 식물 성장 및 생태계) 정치 및 문화(토지 및 물 사용) 화학(대기 오염) 및 건강(오염, 질병 보균자의 서식지).

예를 들어 토지 소유권 및 토지 사용 정책은 아래 이미지 쌍에서 대조됩니다. 폴란드에서는 개인 소유 토지의 작은 구획이 Niepolomice Forest를 둘러싸고 있습니다. 정부는 13세기부터 숲을 하나의 단위로 관리해 왔습니다. 캐노피가 단단하고 깨지지 않은 녹색은 아니지만 숲은 대체로 손상되지 않았습니다. 아래 이미지는 Washington&rsquos Okanogan-Wenatchee 국유림 근처의 사유지와 공유지의 바둑판 조합을 보여줍니다. 미국 산림청은 일부 숲을 보존하고 다른 섹션을 벌목에 개방하는 혼합 사용 정책에 따라 숲을 관리합니다. 밝은 녹색 영역은 벌목이 연방, 주 또는 사유지에서 발생했음을 나타냅니다. 사유지 구획은 폴란드보다 미국 서부의 이 지역에서 훨씬 더 큽니다.

토지 이용 및 보전 정책은 폴란드(위)와 미국 워싱턴주(아래)의 산림 지역을 정의합니다. (USGS Earth Explorer의 Landsat 8 데이터를 사용한 Robert Simmon의 NASA 지구 천문대 이미지)

표시된 지역에 대한 지식이 부족한 경우 참조 지도 또는 지도책이 매우 유용할 수 있습니다. 지도는 이미지에서 볼 수 있는 기능에 이름을 지정하고 추가 정보를 찾을 수 있는 기능을 제공합니다. 여러 온라인 매핑 서비스는 레이블이 지정된 기능이 있는 위성 보기도 제공합니다. 미 의회 도서관이나 David Rumsey 지도 컬렉션에 있는 것과 같은 역사적 지도는 변경 사항을 식별하는 데 도움이 될 수 있으며 이러한 변경 사항이 발생한 이유를 이해하는 데도 도움이 될 수 있습니다.

과학, 역사 또는 다른 무엇을 위해 지구를 보고 있든 지구 천문대도 핵심 자원으로 간주하십시오. 이 사이트는 광범위한 주제와 위치를 다루는 12,000개 이상의 해석된 위성 이미지에 대한 풍부하고 심층적인 아카이브를 호스팅합니다. 아카이브에는 자연 사건의 이미지와 더 다양한 특집 이미지가 포함됩니다. 지구 천문대에 관심 있는 영역이나 주제의 이미지가 없으면 알려주십시오. 우리는 항상 우주에서 세상을 탐험하는 새로운 방법을 찾고 있습니다.


소개

해양 갑각류 유충과 같은 원양 환경의 작은 동물의 경우, 그러한 특징이 없는 세계에서의 생존은 종종 눈에 띄지 않는 능력에 달려 있습니다. crypsis에 대한 이러한 강력한 선택을 감안할 때, 동물의 몸이 주변 환경에 시각적으로 융합되는 것을 촉진하는 개방 수역 서식지에서 여러 메커니즘이 진화했으며, 가장 주목할만한 것은 거울면(Denton et al., 1972 Johnsen and Sosik, 2003), 역조명입니다. (Clarke, 1963 Johnsen et al., 2004) 및 투명한 신체 조직 [Reviews of transparent (Breder, 1962 McFall-Ngai, 1990 Johnsen, 2001) 일반적인 원양 위장 메커니즘에 대한 리뷰 (Nilsson, 1995 Johnsen), 201 많은 갑각류 유충은 후자의 메커니즘의 절묘한 예를 제공하며, 몸체가 너무 투명하여 유리로 만들어진 것처럼 보입니다. 겹눈은 이 동물에서 불투명한 안료를 포함하는 유일한 특징입니다. 갑각류 유충의 눈은 연장된 광학 요소와 응축된 망막으로 투명도를 높이도록 진화했지만(Nilsson, 1983), 시각적 장면의 해상도를 유지하기 위해 불투명한 스크리닝 색소가 광수용기 사이에 남아 있어야 합니다. 갑각류 유충 중 구족류는 특히 투명도를 극대화하는 데 효과적입니다. 종종 눈은 종에 따라 길이가 최대 40mm일 수 있는 구족류 유충 몸체에서 유일하게 보이는 특징입니다(Feller et al., 2013). 따라서 인간이 플랑크톤 양동이를 들여다보면, stomatopod 유충은 동물이 우주를 통과할 때 나란히 고정된 움직이는 검은 점 쌍으로만 보일 수 있습니다.

구족류 유충의 눈 안에 있는 설명되지 않은 구조는 청색 또는 녹색 파장의 빛을 강하게 반사하며 여기에서 눈알이라고 합니다(그림 1). 여기서 논의된 눈의 광택은 일부 갑각류 눈(예: 네프롭스 노베기쿠스) (Loew, 1976). 구족류 유충의 눈을 빛나게 하는 반사 물질을 주의 깊게 관찰한 결과, 눈의 광학층과 광수용체 층 사이에서 발견되는 광자 구조가 포함되어 있지만 광학 경로에는 없는 것으로 나타났습니다(그림 1C). 광수용체에 의해 흡수된 빛의 경로에서 눈부심의 부재(강력한 가동공의 존재로 입증됨)는 눈빛이 시각적 필터링 메커니즘으로 기능하지 않거나 그렇지 않으면 이러한 눈의 광수용에 영향을 미치는 작용을 하지 않는다는 것을 암시합니다. 우리는 종이나 단계(저자들의 개인적인 관찰)에 관계없이 현재까지 조사된 모든 구족 유충 눈에서 구구류 눈동자를 관찰했습니다(Williams et al., 1985 Cronin et al., 1995 Jutte et al., 1998 Cronin and Jinks, 2001). stomatopod 유충 외부에서 브라큐란 게 유충(저자의 개인 관찰)(Cronin and Jinks, 2001), 배아 및 유충 캐리디언 새우에서 눈동자의 존재가 관찰되었습니다.팔레모네테스 푸지오 (더글라스 앤 포워드, 1989) P. 아르헨티나 (Harzsch et al., 1999)], 미국 가재의 배아 [호마루 아메리카누스 (Harzsch et al., 1998)], 성체 등각류 아스타실라 롱기코니스 (Nilsson과 Nilsson, 1983). 감광성에 대한 명백한 역할이 없기 때문에 눈 빛은 대신 생성되는 눈에 띄는 망막에 대한 원양 위장 역할을 하는 것으로 가정됩니다(Nilsson and Nilsson, 1983 Douglass and Forward, 1989 Cronin et al., 1995 Jutte et al., 1998 Cronin). 및 Jinks, 2001). 갑각류 애벌레의 눈동자의 역할은 위장으로 여러 번 가정되었지만 그 가설은 공식적으로 검증된 적이 없습니다. 우리는 유충의 자연 관찰 환경에서 눈동자의 여러 구성 요소를 분석하여 눈동자 위장 가설을 테스트하려고했습니다. 실험실과 자연광 환경 모두에서 구구류 유충 아이샤인의 스펙트럼 반사율에 대한 이미징 및 분석을 통해 우리는 하루 중 다른 깊이, 방향 및 기간에서 애벌레 망막의 고유한 대비를 줄이는 데 아이샤인의 효능을 테스트했습니다. 이 데이터는 stomatopod 유충 eyeshine이 안구 위장 메커니즘으로 기능한다는 가설에 대한 확실한 지원을 제공합니다.

Stomatopod 애벌레 아이샤인. (A)의 사진 풀로스퀼라 토마시니 그리고 (나) 슈도스퀼라나 리체리 이 실험에 사용된 개인. 측면, 등쪽 및 복부 이미지 P. 토마시니 A에서는 이 종의 특징인 눈 전체의 눈동자 밝기와 색상의 변화를 보여줍니다. (C) stomatopod 유충의 눈동자 생성을 담당하는 광자 구조의 추정 위치를 나타내는 다이어그램. PRL, 광수용체 층 Rh, 횡문 L, 렌즈 CC, 수정체 OL, 광학 층. 스케일 바, 500μm.

Stomatopod 애벌레 아이샤인. (A)의 사진 풀로스퀼라 토마시니 그리고 (나) 슈도스퀼라나 리체리 이 실험에 사용된 개인. 측면, 등쪽 및 복부 이미지 P. 토마시니 A에서는 이 종의 특징인 눈 전체에 걸친 눈의 밝기와 색상의 변화를 보여줍니다. (C) stomatopod 유충의 눈동자 생성을 담당하는 광자 구조의 추정 위치를 나타내는 다이어그램. PRL, 광수용체 층 Rh, 횡문 L, 렌즈 CC, 수정체 OL, 광학 층. 스케일 바, 500μm.


결과

고막 신경의 외부 형태와 '지도'

한 쌍의 귀는 흉골 기저부 근처의 첫 번째 복부 부분의 앞쪽 끝에 위치합니다(그림 1B,C). 각 귀의 고실막은 나방의 외부에 노출되지 않고 내부적으로 두 개의 표피 타원형 방 사이에 위치합니다. N=7 및 0.38±0.07 mm 깊이, N=3) 및 더 큰 복부 챔버(0.62±0.11mm 길이, 0.40±0.05mm 폭, N=8 및 0.36±0.12mm 깊이, N=3)(그림 1C). 고막(폭 0.20±0mm × 길이 0.30±0.03mm, N=6, 그리고 약 1μm 두께(두께가 3-5μm인 곳을 제외하고, 척추측만증이 둘러싸인 부분은 두께가 3-5μm임)는 단단하고 눈물방울 모양을 가로질러 뻗어 있는 기관 상피 조직의 두 층에 의해 형성된 부드럽고 투명한 막입니다. 두 챔버 사이의 개구부(그림 1D). 외막과 내막이 있는 드레파니드 귀와 같은 귀에서는 어느 것이 고막인지 명확하지 않습니다. 우리는 내막을 '고막'이라고 부르기로 결정했습니다. 다른 곤충의 고막과 유사하고 척색 기관 척추측만증 및 확대된 기관 기낭과 관련이 있고 명확하게 정의된 키틴질 고리에 의해 지지되는 얇고 ​​팽팽한 막이기 때문입니다. . 또한, 초기 저자(Gohrbandt, 1937 Kennel and Eggers, 1933 Scoble, 1995)는 내부 막에 '고막'이라는 레이블을 지정했으며, 혼동을 줄이기 위해 동일한 작업을 선택했습니다. 따라서 다음에서 우리가 '고막'이라고 쓸 때 우리는 항상 내부 막을 의미합니다. 고막은 평평하지 않고 다소 구부러져 있으며 막의 중심이 등실로 약간 돌출되어 있습니다. 세 번째 방인 흉막실은 첫 번째 복부 분절에서 연장되는 돌출된 접힘부에 의해 형성되고 등방과 연속되며 등방에 있습니다. 접힌 부분의 볼록한 측벽은 약간 경화되어 있고 중앙벽은 후방 외부막을 형성합니다(약 0.90mm 길이 × 0.60mm 너비, 1μm 두께). 넓은 앞쪽은 앞쪽 외막(길이 약 0.60mm × 너비 0.40mm, 두께 5μm)이 차지합니다. 외부 멤브레인 외부의 얕은 공간은 두 개의 슬릿 같은 구멍을 통해 주변 공기와 연속적입니다(그림 1B). 전막의 경계는 주변의 부드러운 막 조직과 합쳐져 명확하게 정의되지 않는다(Fig. 1C). 후방 및 전방 외부 막은 모두 불투명하고 장력이 없습니다. The posterior external membrane is smoother than the anterior external membrane, which has a`wrinkled' texture, resembling the counter-tympanal membranes of other lepidopteran ears (Scoble,1995). There were no apparent differences between males and females with respect to the ear morphology.

The tympanal nerve arises from 1N1 (nerve 1Na of Hasenfuss, 1997), the anterior branch of the first abdominal ganglion(Fig. 2A), which in the Lepidoptera has been incorporated into the pterothoracic ganglion(Nüesch, 1957). 에 D. arcuata, 1N1 is the first nerve branch arising from the thoracic–abdominal connective, 0.62±0.19 mm (N=7) from the posterior end of the pterothoracic ganglion(Fig. 2A). The first branch of 1N1 innervates two ventral muscles, and the second innervates the tympanal cavity and the lateral region of the first abdominal segment. The main branch of 1N1 (containing both afferent and efferent units) continues to the periphery, where it innervates the dorsal and lateral parts of the segment.

The tympanal nerve enters the tympanal cavity medially, and runs along the ventral margin of the tympanal frame, where it terminates in four bipolar sense cells (Figs 2B,C, 3). Each sensory neuron belongs to a scolopidial unit, which includes a bipolar sense cell with one or more perineurium cells at its proximal region, a scolopale cell surrounding the sensory dendrite, and a distal attachment cell (Figs 2B, 3). The scolopidia (numbered 1-4 from medial to lateral, after Gohrbandt, 1937) are separated from one another between the two compressed epithelial layers of the tympanum(Figs 1D, 2B,C, 3). Scolopidia 3 and 4 are the largest and span the midregion of the curved tympanum, while the smaller scolopidia 1 and 2 occur at the median end of the sclerotized tympanal frame. As a measure of how much the tympanum curves we measured the distance, NS, directly across the frame, and the distance along the curved membrane, arcMem, to get the radius, NS, of the circle that fits the curved membrane at the level of the sensory cells(Fig. 2C,D). At the level of scolopidium 4, NS was 0.197±0.031 mm and NS was 0.125±0.019 mm on average (N=4). At the level of scolopidium 1, NS was 0.114±0.021 mm and NS was 0.077±0.019mm (N=4). At scolopidium 3, NS was 0.148±0.016 mm (N=5). NS was not estimated.

Methylene Blue preparations of the right side tympanal scolopidia viewed from the dorsal chamber in two species of Drepanidae. Median is on the left.(A) Drepana arcuata. Composite image created from two micrographs taken at different focal planes. Sensory cell bodies of scolopidia 1-4 are marked, as well as the axons of cells 2 and 3 (arrowheads), and the location of the dendrite (d) and scolopale cell (arrow) of scolopidium 4. Scale bar,0.05 mm. Inset: Scolopale rods and cap (c) and distal dendrite (d) of scolopidium 4. Scale bar, 0.005 mm. (NS) Watsonalla uncinula. Scolopidia 1-4, marking the attachment cell (AC) and the location of the scolopale rods (arrow) of scolopidium 3. Scale bar, 0.05 mm. Inset: Scolopale cap (c) and distal fibrils (F) of the attachment cell in scolopidium 4. Scale bar, 0.01 mm.

Methylene Blue preparations of the right side tympanal scolopidia viewed from the dorsal chamber in two species of Drepanidae. Median is on the left.(A) Drepana arcuata. Composite image created from two micrographs taken at different focal planes. Sensory cell bodies of scolopidia 1-4 are marked, as well as the axons of cells 2 and 3 (arrowheads), and the location of the dendrite (d) and scolopale cell (arrow) of scolopidium 4. Scale bar,0.05 mm. Inset: Scolopale rods and cap (c) and distal dendrite (d) of scolopidium 4. Scale bar, 0.005 mm. (NS) Watsonalla uncinula. Scolopidia 1-4, marking the attachment cell (AC) and the location of the scolopale rods (arrow) of scolopidium 3. Scale bar, 0.05 mm. Inset: Scolopale cap (c) and distal fibrils (F) of the attachment cell in scolopidium 4. Scale bar, 0.01 mm.

The scolopidia are compressed to a thickness of 2-4 μm between the two tympanal layers. This enabled detection of many structural details without sectioning (Figs 2B, 3). The scolopidia exhibit all the characteristics of both mononematic and monodynal chordotonal organs(Field and Matheson, 1998),having one sensory neuron per scolopidium, and the distal tip of the dendrite inserting into a scolopale cap (Figs 2B, 3). The attachment cells join together distally, pass the tympanal frame, continue within the concave wall of the dorsal chamber, and attach to the integument at a point near the posterior end of the pleural chamber. These cells are densely packed with longitudinally oriented fibrils (probably microtubules) (Figs 2B,C, 3B). Specific attachments to the tympanal frame were not identified. We did not observe differences between the sexes in either the peripheral nerve topography or the innervation of the tympanum.

W. uncinula we observed nerve branching patterns and tympanal receptors similar to those observed in D. arcuata. However, in addition to the four bipolar cells, a multipolar unit was observed at the medial and posterior edge of the tympanal frame. Whether this unit is innervated by the tympanal branch, or a branch of the posterior nerve of the first abdominal ganglion (nerve 1Np of Hasenfuss, 1997), is unclear. We did not detect a similar cell in D. arcuata.

청력도

Full audiograms were determined for 12 D. arcuata (8 females and 4 males). All moths were tested between 5 and 100 kHz. The ears were broadly tuned to a frequency range from 30 to 65 kHz(Fig. 4). The mean audiogram showed a best frequency at 40 kHz with a threshold at 52±3.6 dB SPL(N=12). There were no differences between males and females. The audiograms were determined by finding the threshold for the most sensitive auditory cell. We follow the convention of other studies on lepidopteran hearing physiology (e.g. Roeder, 1966, 1974 Surlykke and Filskov, 1997)and name the sensory cells A-cells, A1-4 in order of decreasing sensitivity. Thus, the audiogram depicts the threshold of A1(Fig. 4).

D. arcuata audiograms. Individual audiograms of 8 females (red)and 4 males (blue). Mean audiogram of all is shown by the thick black line. The inset shows threshold curves for both A1 and A2 for one female where A2 spikes were clearly higher than A1.

D. arcuata audiograms. Individual audiograms of 8 females (red)and 4 males (blue). Mean audiogram of all is shown by the thick black line. The inset shows threshold curves for both A1 and A2 for one female where A2 spikes were clearly higher than A1.

Usually spike amplitude was the same for A1 and A2and recruitment of A2 was indicated by spikes with double height or double peaks (Fig. 5). The preparations were delicate, but in the best the threshold difference between A1 and A2 was determined at 2-3 frequencies above and below the best frequency. None of these indicated that the threshold difference changed with frequency. In a single preparation the recorded A2 spike amplitude was approximately four times that of A1 (see Fig. 6B),allowing for determination of the whole A2 threshold curve(Fig. 4, inset). These results indicate that the threshold curve of A2 is broadly tuned with lowest thresholds in the frequency range 30-60 kHz.

Spike-traces at different stimulus intensities illustrating response characteristics of the two functional auditory sensory cells A1 and A2. (A) The recruitment of A2 is revealed by spikes with double height or double peaks. In this moth, A2 threshold was +17 dB re A1 한계점. Stimulus pulses: 10 ms, 30 kHz. (B) The mean number of spikes per stimulus (10 stimulations) as a function of intensity relative to A1 threshold (0 dB) from the same moth as in A. The number of A1 spikes per stimulus increases steeply from threshold to approximately +10 dB, where A1 starts saturating before the A2 threshold is exceeded at approximately +15 dB in this preparation. NS2 is saturating at intensities greater than +30 dB above threshold.

Spike-traces at different stimulus intensities illustrating response characteristics of the two functional auditory sensory cells A1 and A2. (A) The recruitment of A2 is revealed by spikes with double height or double peaks. In this moth, A2 threshold was +17 dB re A1 한계점. Stimulus pulses: 10 ms, 30 kHz. (B) The mean number of spikes per stimulus (10 stimulations) as a function of intensity relative to A1 threshold (0 dB) from the same moth as in A. The number of A1 spikes per stimulus increases steeply from threshold to approximately +10 dB, where A1 starts saturating before the A2 threshold is exceeded at approximately +15 dB in this preparation. NS2 is saturating at intensities greater than +30 dB above threshold.

Color rasters of two moths (A and B) showing dynamics of spike trains as a function of intensity and post-stimulus time. Stimulus intensities were changed in 1 dB steps. In (A) the moth was stimulated 10 times at each intensity level, whereas in (B) only two presentations were possible. Spike amplitudes are represented in color, and the color bar scale is in mV. The moth in B was chosen to illustrate the maximum response duration at high stimulus intensities. In this moth there was a clear difference in spike amplitude between A1 and A2 (inset) and both cells contributed to the long response train.

Color rasters of two moths (A and B) showing dynamics of spike trains as a function of intensity and post-stimulus time. Stimulus intensities were changed in 1 dB steps. In (A) the moth was stimulated 10 times at each intensity level, whereas in (B) only two presentations were possible. Spike amplitudes are represented in color, and the color bar scale is in mV. The moth in B was chosen to illustrate the maximum response duration at high stimulus intensities. In this moth there was a clear difference in spike amplitude between A1 and A2 (inset) and both cells contributed to the long response train.

Response characteristics of sensory cells and dynamic range

The threshold of the most sensitive cell, A1, was rather stereotypic from moth to moth. The standard deviation of the threshold at 40 kHz was only 3.7 dB, and the full range of thresholds of all preparations at this frequency, recorded in two different set-ups, was 48-57 dB SPL. However,thresholds of A2 were more variable, ranging from +12 to +30 dB,mean +19±5 dB (N=14), relative to the threshold of A1. Activity of other cells, the putative A3 and A4, was difficult to detect. In most preparations there was no further increase in spike amplitude or spikes of double height with extra peaks, which would have indicated recruitment of a third cell. In a few preparations, renewed jitter in the rasters at high intensities (90-100 dB SPL) suggested that a third cell was recruited. However, at present we cannot unequivocally say that we had excited A3 or A4. NS2 starts saturating around 15 dB above its threshold. Hence, the total dynamic range of the ear is around 30-40 dB (Figs 5, 6).

The dynamic response characteristics of the sensory cells were studied by increasing the intensity from 10 dB below threshold to maximum output of the speaker (around +50 dB re threshold) at a constant frequency, which was not the same for all preparations but always within the range of best frequencies(30-65 kHz). In six preparations we examined spike traces(Fig. 5) in 2 or 3 dB steps and in nine other preparations we examined color rasters(Fig. 6) in 1 dB steps. In all cases, the response increased in both amplitude and duration, reflecting the recruitment of more cells and the lengthening of response spike trains of individual cells (e.g. Figs 5, 6). Some characteristics, like A1 threshold (see above) and response latency, were rather constant throughout the preparations. In all preparations, the latency around threshold was 8-9 ms, decreasing gradually to a minimum of around 2.5 ms at +20 dB re. threshold (e.g. Figs 5, 6). In contrast, substantial variation was seen in A2 threshold (see above) and in response duration of both A1 and A2. The mean response duration determined at 50 dB above threshold from rasters of preparations stimulated with 5 ms pulses was 16 ms (N=8) with a considerable S.D. of 5 ms. Of the eight preparations, four showed response durations lasting no more than approximately 11-13 ms through the entire intensity range tested (e.g. Figs 5, 6A). In one it was 16 ms, and in three the response duration increased greatly to 21-22 ms at intensities above approximately +30 dB relative to the threshold of A1 (e.g. Fig. 6B). In one preparation there was a large enough difference between A2 and A1spike amplitudes to permit identification of individual spikes, and in this case it was clear that both A1 and A2 spikes contributed to the long response duration at high intensities(Fig. 6B).

In a few of the preparations we noted spikes from a cell that was apparently not affected by sound, resembling the activity of a tonically active cell (the so-called B-cell), that is prominent in recordings from noctuoid, geometroid (Roeder,1974) and pyraloid (Skals and Surlykke, 2000) tympanic nerves. Where this cell was most conspicuous the spike amplitude was comparable to the amplitude of the A-cells. In other preparations we recorded no activity from such a cell.


Energy Gap

When a complex forms, the shape of the d orbital changes because some are nearer the ligand than others: Some d orbitals move into a higher energy state than before, while others move to a lower energy state. This forms an energy gap. Electrons can absorb a photon of light and move from a lower energy state into a higher state. The wavelength of the photon that is absorbed depends on the size of the energy gap. (This is why splitting of s and p orbitals, while it occurs, does not produce colored complexes. Those gaps would absorb ultraviolet light and not affect the color in the visible spectrum.)

Unabsorbed wavelengths of light pass through a complex. Some light is also reflected back from a molecule. The combination of absorption, reflection, and transmission results in the apparent colors of the complexes.


Eastern Spruce Gall Adelgid

Eastern spruce gall adelgid, Adelges abietis (Linnaeus), Phylloxeridae, HEMIPTERA

설명

성인 &ndash A close relative of aphids, the adult eastern spruce gall adelgid is a small, bluish-green sucking insect, covered by cottony, waxy strands. The summer generation develops wings.

계란 &ndash The black, oval egg is laid in a cottony mass of waxy strands.

님프 &ndash The yellowish- to bluish-green nymph grows to a length of about 1 mm. An exposed nymph is usually covered by cottony, waxy strands, which may obscure the nymph.

분포 &ndash The eastern spruce gall adelgid was introduced apparently from Europe before 1900. Since then it has spread throughout the northeastern United States and southern Canada, south at least to North Carolina.

기주식물 &ndash Norway and white spruce are the favored hosts of the eastern spruce gall adelgid, but it has been found on red, black, Engelmann, and Colorado blue spruce as well.

손상 &ndash The eastern spruce gall adelgid causes minor physiological damage to its host plants unless the host is severely infested. Severely infested trees may decline in vigor. The primary damage is that of reduced aesthetic value of host plants in nurseries, Christmas tree plantings, or landscapes. The galls are 1.5 to 2 cm long and pineapple shaped. In summer the galls dry out and turn brown. The stem is often distorted at the gall.

생활사 &ndash Eastern spruce gall adelgids overwinter as partially grown females (stem mothers) near or at the dormant buds. In early spring the stem mothers mature and lay 100 to 200 eggs surrounded by cottony or woolly wax. The eggs are laid about the time the buds break. About 10 to 14 days later, the nymphs hatch and begin to feed at the bases of the needles. Their feeding causes a pineapple-shaped gall to form in the new twig. The nymphs mature in cells inside the gall until the gall dries out and splits open in summer. Although winged, the females usually stay on the host and soon lay up to 60 eggs in a cottony or woolly wax, usually at the tips of needles. The nymphs from this summer generation of eggs are the overwintering forms. There is one generation per year, and there are no males.

The overwintering nymphs should be controlled in early spring before new growth begins. For specific chemical controls, see the current state extension recommendations.

Eastern spruce gall adelgid. A. Wingless female with eggs. B and C. Nymphs of spring generation. D. Winged female. E and F. Nymphs of fall generation. G. Gall on spruce.

Eastern spruce gall adelgid. A. Wingless female with eggs. B and C. Nymphs of spring generation. D. Winged female. E and F. Nymphs of fall generation. G. Gall on spruce.

Pheromones: Function and Use in Insect and Tick Control☆

2.1 Lepidoptera

Lepidopteran pheromones were the first to be widely studied and include a huge collection of mostly female-based pheromones. Female moths typically produce long-range, fatty acid-derived molecules (eg, (11) in Fig. 1 ) that function over long distances, whereas male moths tend to produce close range courtship compounds that are often very similar in structure to plant secondary metabolites (eg, (3) in Fig. 1 Baker, 1989a Birch ., 1990). In contrast to moths, butterflies tend to use color and motion cues more than pheromones to find mates. Butterfly pheromones are generally restricted to close-range or contact pheromones ( Baker, 1989a ). Moth pheromones have been cataloged in The Pherolist, a free database.

The majority of moth pheromones identified thus far are blends of 10 to 18-carbon-long straight-chain primary alcohols, acetates, or aldehydes. However, one interesting second major class of moth pheromone components is found in noctuids, geometrids, arctiids, and lymantriids comprises polyene hydrocarbons and epoxides (eg, (10) and (13) in Fig. 1 review: Millar, 2000 ). For the majority of moth species, after synthesis of the fatty acyl chain to either 16 or 18 carbons in length, these pheromone component precursors begin to achieve some species-specific structural differences that are imparted by one or more desaturases that place double bonds at specific locations in the fatty acyl chain ( Tillman ., 1999 Roelofs and Rooney, 2003 ). The desaturation step is, depending on the species, either preceded or followed by b-oxidation to reduce the chain length of the molecule. Merely reversing the two-step sequence in which these two enzyme systems work creates most of the major differences in pheromone component structures in moths ( Roelofs and Rooney, 2003 ). Final species-specific structural differences result from the final biosynthetic step, conversion of the fatty acyl molecule to its active functional group by reductases and oxidases.

A key neuropeptide named pheromone biosynthesis activating neuropeptide (PBAN) has been found in females of all pheromone-producing moth species thus far. PBAN stimulates both the behavioral release of pheromone (ie, calling behavior) and the biosynthesis of the pheromone components ( Nation, 2002 ). A receptor for PBAN has recently been characterized in Helicoverpa zea by Choi . (2003) and is a membrane-bound heptahelical G protein-coupled receptor (ie, a seven-transmembrane GPCR). The PBANs of most species are extremely similar in structure, and injection of one species’ PBAN into the female of a second species often causes enhanced pheromone production in the injected female, even across families ( Raina and Menn, 1987 ).


비디오 보기: 쓸모없는 풀은 없다, 풀의 재발견 녹색의 꿈. YTN 사이언스 (십월 2022).