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접합체는 모든 다른 유형의 세포로 발달할 수 있지만 분화된 세포는 발달할 수 없는 이유는 무엇입니까?

접합체는 모든 다른 유형의 세포로 발달할 수 있지만 분화된 세포는 발달할 수 없는 이유는 무엇입니까?


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두 배우자 사이의 수정에 의해 형성된 세포는 모든 DNA를 가지고 있으며 인간(또는 다른 종의 다른 동물)의 발달을 이끌 수 있습니다. 그러나 인간의 다른 세포에도 모든 DNA(피부 세포와 같은)가 있지만 장기, 뼈 등의 발달을 주도하지는 않습니다. 한 사람은 한 사람의 발전으로 이끌 수 있고 다른 사람은 모두가 모든 DNA를 가지고 있음에도 불구하고 할 수 없는 발달된 사람? 해당 세포가 있는 환경/주변과 관련이 있습니까? 접합체와 다른 세포 사이에 구조적 차이가 있습니까? 아니면 어떻습니까?


발달 생물학은 우리가 여전히 많이 연구하고 있는 거대한 분야입니다.

DNA는 이야기의 절반에 불과합니다. 나머지 절반은 유전자 발현입니다. 세포가 언제든지 사용하고 있는 DNA의 하위 집합입니다. 폐 세포에는 인슐린 유전자가 있지만 폐 세포에서는 그 유전자가 휴면 상태입니다.

짧은 대답은 일반적으로 성숙한 세포가 역할을 수행하는 데 필요한 DNA의 하위 집합을 사용하고 있으며 다른 종류의 세포가 되기 위해 유전자 발현을 변경할 수 없다는 것입니다. 성체 세포와 덜 유사해지고 덜 전문화되는 세포는 암이 될 수 있습니다.


CBSE 클래스 12 시비 후 생물학에 대한 중요한 질문: 구조 및 이벤트

1.이중 수정 후 다음과 같은 변화가 발생합니다.
(i) 배유 및 배아 발달.
(ii) 난자(들)의 종자(들)로의 성숙.
(iii) 난소가 열매로 성숙.
이들은 총칭 시비 후 이벤트.

2.꽃 부분의 수정 후 변화:
(i) 꽃받침이 떨어지거나 소수에 지속됩니다.
(ii) 꽃잎, 수술, 암술머리, 암술대가 떨어진다.
(iii) 난소가 열매로 변합니다.
(iv) 난자가 종자가 된다.
(v) Synergids 및 antipodal 세포가 퇴화합니다.
(vi) 중심세포는 배유가 된다. 지속되거나 소모될 수 있습니다.

3.배유 발달은 세 가지 방법으로 진행됩니다.
(i)핵형 (ii)세포형 (iii)나선형
(a) 일반적인 방법인 핵형에서 1차 배유핵(PEN)은 세포질분열 없이 반복적인 유사분열을 겪는다. 이 단계에서 배유를 자유 핵 배유라고 합니다.
(b) 세포벽이 형성되고 배유가 세포형이 된다. 세포화 전에 형성된 자유 핵의 수는 매우 다양합니다. 코코넛에서 물은 자유 핵 배유이고 주변의 흰색 커널은 세포 배유입니다.

4.배아 형성 일정량의 배유가 형성될 때 발생합니다.
(i) 접합체는 유사분열에 의해 분열되어 전배자를 형성한다.
(ii) 이것은 최종적으로 자엽을 갖는 말굽 모양(성숙한 배)이 되는 구형 및 심장형 배아의 형성을 초래한다.

5.쌍자엽 배아는 2개의 떡잎과 그들 사이의 배축으로 구성됩니다.
(i) 자엽보다 높은 배축 부분은 자엽(싹)이 되는 외배엽이다.
(ii) 배축 중 떡잎 아래에 있는 부분이 배축이 되는 부분이 밑둥(뿌리)이 된다.

6.Monocot 배아는 단 하나의 떡잎으로 구성됩니다(풀과에서는 소순판이라고 함),
예를 들어 쌀, 옥수수 식물 등
(i) 배축의 하단에는 뿌리줄기가 있고(배축), 뿌리줄기는 단백자(coleorhiza)라고 하는 미분화 외피로 덮여 있습니다.
(ii) 배축의 상단(외피)에는 깃털이 있다. 그것은 coleoptile이라고 불리는 속이 빈 잎 덮개로 덮여 있습니다.

7.종자 또는 수정된 난자는 유성 생식의 최종 산물입니다.
(i)종피, 자엽 및 배축으로 구성된다.
(ii)비단백 종자는 배 발달에서 완전히 소모되기 때문에 잔류 배유가 없습니다. 완두콩, 땅콩.
(iii)알부민 종자는 배유의 일부를 배유의 일부로 유지하는데, 이는 배유가 발달하는 동안 완전히 소모되지 않기 때문입니다. 밀, 옥수수, 피마자, 해바라기 등
(iv) 후추와 비트와 같은 일부 종자에서는 핵의 잔존물도 지속됩니다(perisperm). 난자의 외피는 단단한 보호 종자 코트로 단단해집니다.
(v) Micropyle는 산소와 물의 유입을 허용하기 위해 종자 코트에 작은 구멍으로 남아 있습니다.
(vi) 유리한 조건에서 종자는 발아하고 나중에 비생물 및 생물 작용제에 의해 분산됩니다.
종자에는 다음과 같은 이점이 있습니다.
(i) 종자는 종의 분산을 통해 다른 지역으로 퍼질 수 있도록 돕습니다.
(ii) 그들은 변형으로 이어지는 새로운 조합을 생성합니다.
(iii) 종자는 일년 내내 저장되고 식품으로 사용됩니다.
(iv)생존력에 따라 유리한 계절에 사용할 수 있다.

8. 난소가 열매로 발달한다. 난소벽은 과실벽이라고 하는 과실벽으로 발달한다.
과피. 과일의 종류:
(NS)거짓 과일 시상은 또한 과일 형성에 기여합니다. 사과, 딸기, 캐슈넛 등
(ii)진정한 과일 이 과일은 난소에서 발생합니다. 포도, 오이 등
(iii) 단위결과 과일 이 과일은 수정 없이 발달합니다. 바나나. 단위결과는 성장 호르몬을 통해 유도될 수 있고 그런 과일은 씨가 없습니다.

9.특별한 경우
(i) 아포믹시스 수정 없이 종자를 생산하는 특별한 메커니즘입니다. 잔디. 유성 생식을 모방한 무성 생식의 한 형태입니다. 하이브리드 산업에 유용합니다.
apomictic 종자가 생산될 수 있는 방식은 agamospery, 출현 배아 등입니다.
(ii) 다배아 종자에 하나 이상의 배아가 존재하는 것입니다. 많은 감귤류 및 망고 품종에서 배낭을 둘러싼 일부 핵 세포가 분열을 시작하여 배낭으로 돌출되어 배아로 발달합니다.

전년도 시험 문제

1 마크 질문

1. 바나나는 진정한 과일이지만 단위결과 과일이기도 합니다. 이유를 대세요.[외국어 2010]
앤.바나나의 열매는 난소에서 형성되므로 진정한 과일입니다. 난소가 수정 없이 열매로 발달하여 씨가 없기 때문에 단위결과 열매입니다.

2.사과를 거짓 과일이라고 하는 이유는 무엇입니까? [뜨거운 모든 인도 2010 C]
앤.사과에서 시상은 과일 형성에도 기여합니다. 그래서 사과를 거짓 과일이라고 합니다.

3. 속씨식물에서 수정 없이 종자가 형성되는 메커니즘을 명명하십시오. 그러한 종자 형성을 가진 꽃 피는 식물 종의 예를 들어 보십시오.[Delhi 2010]
앤.Apomixis는 속씨식물에서 수정 없이 종자가 형성되는 메커니즘입니다. 풀.

4. 딸기와 구아바에서 열매 형성에 기여하는 꽃의 부분을 각각 이름을 붙이십시오.[전인도 2009 C]
앤.(i)딸기는 씨방에서 열매가 나오고 다른 꽃부분은 퇴화하여 떨어진다. 시상은 또한 과일 형성에 기여합니다.
(ii) 구아바에서는 난소벽이 과피라고 하는 과실벽으로 발달한다.

2점 질문

5. 속씨식물의 수정 후 사건을 나열합니다.[Delhi 2014]
안스.속씨식물의 수정 후 사건은 다음과 같습니다.
(i) 배유 및 배아 발달.
(ii) 종자로 난자의 성숙.
(iii) 난소가 열매로 성숙

6.속씨식물의 일부는 알부민성(albuminous)이라고 하는 반면, 씨가 있다고 하는 씨는 거의 없습니다. 예를 들어 각각 설명하십시오. [외국인 2012]
안스.일부 속씨식물 종자는 배아 발달 후에도 배유를 유지하기 때문에 알부민입니다. 밀, 옥수수, 피마자. 일부 속씨식물 종자에는 핵의 잔존물이 지속되는 반면, 이를 perisperm이라고 합니다. 검은 후추와 사탕무.

7. 쌍자엽 식물의 성숙한 배아의 레이블이 있는 도표를 그립니다.[All India 2014 C]
앤.쌍떡잎식물의 성숙한 배아의 표지도는 아래와 같다.

8. 알부민 종자와 비단백 종자를 구별하여 각각의 예를 들어 보십시오. [델리 2011]
앤. 알부민 종자와 비단백 종자의 차이점은 다음과 같습니다.

9. 바나나는 단위결과 열매인 반면 오렌지는 다배아를 나타냅니다. 씨앗과 관련하여 서로 어떻게 다른가요? [핫 델리 2009]
앤.바나나는 단위결과 과일이기 때문에 씨가 없는 반면 오렌지는 많은 씨를 형성하는 다배아를 나타냅니다.

10.코코넛의 배유가 발달하는 세포의 이름을 말하십시오. 코코넛 배유의 특징을 알려주세요. [델리 2009]
앤.cpconut에서 세포 형성이 일어나고 배유가 세포가됩니다. 세포화 전에 형성된 자유 핵의 수는 매우 다양합니다. 코코넛 워터는 핵이 없는 배유입니다. 그것은 수천 개의 핵으로 구성되어 있으며 주변의 흰색 커널은 세포 배유입니다.

11. 아래 표에서 공백 A, B, C 및 D의 이름을 지정하십시오.

앤.A — 과일 벽, B — 소순판
C — 깃털과 뿌리, D — Perisperm

3 마크 질문

12. 속씨식물의 배유 발달에 대해 설명하십시오. [외국인 2014]
앤.(i) 배의 발달은 속씨식물의 배유 발달 후에 일어난다.
(ii) 배유 발달의 세 가지 방법은 다음과 같습니다.
(a) 핵형 (b) 세포형
(c) 나선형
(iii) 핵형은 삼배체 1차 배유핵(PEN)이 세포질분열 없이 반복되는 유사분열을 겪는 일반적인 방법이다. 이 단계를 자유핵 배유라고 합니다.
(iv) 세포벽 형성은 주변부에서 시작되고 배유는 완전히 세포가 됩니다. 코코넛, 쌀 등
(v) 배유의 세포는 식품 재료를 저장합니다.
(vi) 배유는 완두콩, 콩, 겨자 등과 같이 종자가 성숙하기 전에 발달 중인 배에 의해 완전히 이용될 수 있다. 이러한 종자를 비단백종자 또는 배유종자라 한다.
(vii) 피마자, 옥수수, 코코넛, 쌀 등과 같은 종자에서 일부는 성숙한 종자에 남아 있을 수 있으며 이러한 종자를 알부민 또는 배유 종자라고 합니다.

13.(i) 아포믹시스는 단위결과성과 어떻게 다릅니까?
(ii) apomictic 종자가 생산될 수 있는 두 가지 방식을 설명하십시오.[Delhi 2014 C]
안스.(i) 단위결과성은 수정 없이 씨가 없는 과일의 발달 및 생산인 반면, 아포믹시스는 수정 없이 종자 및 과일의 발달을 의미합니다. 따라서 apomixis와 단위결과물의 주요 차이점은 씨앗이 전자에서는 형성되고 나중에는 결핍된다는 것입니다.
(ii) apomictic 종자가 생산될 수 있는 두 가지 방식은 다음과 같습니다.
(NS)아가모스퍼미 종자 또는 배아가 이배체 난자 세포에서 유래하며 감수분열 및 합성이 없이 형성된 것. 이 이배체 난자 세포는 수정을 거치지 않고 배아로 발달합니다. 사과,
(NS)출현 배아 배아낭을 둘러싸고 있는 2배체 세포, 예를 들어 핵 및 외피가 주머니로 돌출되어 배아로 발달하는 방법. 이것은 또한 배아 주머니 또는 난자에 하나 이상의 배아를 형성하여 다배아(polyembryony)라고 하는 상태를 유발할 수 있습니다. 시트러스, 오푼티아.

14.(i) 코코넛의 배유 발달을 설명하십시오.
(ii) 부드러운 코코넛이 건강한 영양 공급원으로 간주되는 이유는 무엇입니까?
(iii) 완두콩 종자는 배유와 관련하여 피마자 종자와 어떻게 다릅니까? [전인도 2013]
안스.(i) 코코넛 배유 형성은 핵형입니다. 1차 배젖 핵은 세포벽 형성 없이 핵 분열을 겪습니다.
(ii) 부드러운 코코넛은 배유입니다. 지방, 단백질, 탄수화물, 미네랄, 비타민 등과 같은 영양소가 풍부하여 건강한 영양 공급원으로 간주됩니다.
(iii) 완두콩의 종자는 비내배유성인 반면, 피마자 종자는 내배유성이다. 완두콩 종자의 배유는 배아 발달 동안 완전히 소비되지만 배유는 피마자 종자에서 활용되지 않습니다.

15. 배유와 배유를 구별하여 각각의 예를 들어 보십시오. [전인도 2012]
앤.
.

16. 옥수수 알갱이의 LS는 다음과 같습니다. A, B, C, D 부분에 라벨을 붙입니다. [전인도 2012]

안스.A — 과피
B — 소순판(자엽)
C — 초엽
D — 콜로리자

17. 각각의 예를 사용하여 다음 Apomixis, 단위결과지, 다태아를 설명하십시오. [전인도 2012 c]
Ans.Apomixis 종자가 수정되지 않고 생산되는 현상을 아포믹시스(apomixis) 또는 아가모스퍼미(agamospermy)라고 합니다. 잔디.
단위결과 씨 없는 열매가 수정 없이 형성되는 상업적으로 중요한 과정입니다. 바나나.
다배아 종자에서 하나 이상의 배아의 발생은 다배아(polyembryony)로 알려져 있습니다. 주황색.

18. 수정은 종자 생산에 필수적이지만 일부 속씨식물에서는 수정 없이 종자가 발달합니다.
(i) 수정 없이 종자를 생산하는 속씨식물의 예를 들어라. 프로세스의 이름을 지정합니다.
(ii) 종자가 수정되지 않고 발달하는 두 가지 방법을 설명하십시오.[All India 2009]
안스.
(i) 해바라기와 같은 국화과의 구성원은 수정 없이 종자를 생산합니다. 이 과정을 아포믹시스라고 합니다.
(ii) 수정 없이 세포가 발달하는 두 가지 방법은 다음과 같습니다.
(a) 이배체 난세포는 감수분열 없이 형성되며 어떤 경우에는 수정 없이 배아로 발달한다.
(b) 어떤 경우에는 배아낭 주위의 핵 세포 중 일부가 배아로 발달합니다. 망고와 감귤.

5점 질문

19.(i) 아포믹틱 씨앗이 발달할 수 있는 다양한 방법을 설명하십시오. 각각의 예를 들어 주십시오.
(ii) 농부들에게 아포믹틱 종자의 이점을 한 가지 언급하십시오.
(iii) 쌍자엽 배아의 표지된 성숙 단계를 그립니다.[All India 2014]
앤.(i) apomictic 종자가 생산될 수 있는 두 가지 방식은 다음과 같습니다.
(NS)아가모스퍼미 종자 또는 배아가 이배체 난자 세포에서 유래하며 감수분열 및 합성이 없이 형성된 것. 이 이배체 난자 세포는 수정을 거치지 않고 배아로 발달합니다. 사과,
(NS)출현 배아 배아낭을 둘러싸고 있는 2배체 세포, 예를 들어 핵 및 외피가 주머니로 돌출되어 배아로 발달하는 방법. 이것은 또한 배아 주머니 또는 난자에 하나 이상의 배아를 형성하여 다배아(polyembryony)라고 하는 상태를 유발할 수 있습니다. 시트러스, 오푼티아.
(ii) apomixis 유전자를 잡종 종자에 도입하면 apomictic 종자가 생성되어 무성 생식 또는 복제 종자 생산이 발생합니다. 그러나 이러한 아포믹틱 종자가 생산 비용을 낮추고 수확량을 증가시키기 때문에 농부들에게 유리한 주요 이점입니다. 또한 잡종 종자와 달리 매년 생산할 필요가 없고 저장할 수 있어 시간과 비용을 절약할 수 있습니다.
(iii) 쌍떡잎식물의 성숙한 배의 표지도는 다음과 같다.

20.(i) 왜 속씨 식물 종자에서 배유 발달이 배 발달보다 선행합니까? 성숙한 알부민 종자에서 배유의 역할을 기술하십시오.
(ii) 쌍자엽 식물의 성숙한 배아를 포함하는 서로 다른 배아 단계를 세 개의 레이블이 있는 도표를 사용하여 설명합니다.[Delhi 2014]
앤.(i) 배의 발달은 일정량의 배유가 형성된 후에 시작됩니다. 그것은 발달 중인 배아의 확실한 영양을 위한 적응입니다. 따라서 배유의 발달은 배아의 발달에 선행한다. 성숙한 알부민 종자에서 배유의 역할은 성장하는 배아를 위한 예비 식량을 저장하는 것입니다.
(ii) 성숙한 배아낭의 발달 중 배아 단계는 다음과 같습니다.

21.(i) 콩과 식물의 성숙한 종자는 알부민이 아닙니다. 그렇다면 콩과식물에서는 이중수정이 일어나지 않는다고 가정할 수 있는가? 당신의 대답을 설명하십시오,
(ii) 쌍자엽(완두콩)과 단자엽(잔디과)의 배아 간의 차이점을 나열하십시오.[Delhi 2014 C]
앤.(i) 콩과 식물의 종자는 비단백성이며, 이는 이러한 종자의 배유가 발달 중인 배에 영양을 제공하는 데 완전히 소모되었음을 의미합니다. 배젖은 3배체 융합, 즉 수컷 배우자와 2개의 극성 핵 사이의 결과로 형성됩니다. 이것은 이중 수정 없이는 형성될 수 없다는 것을 명백하게 합니다. 따라서 콩과 식물의 종자는 알부민이 아니지만 이중 수정의 발생을 분명히 나타냅니다.
(ii) 완두콩과 풀의 배아 간의 차이점은 다음과 같이 요약할 수 있습니다.

22.(i) 일부 풀의 씨앗을 아포믹이라고 부르는 이유는 무엇입니까? 설명.
(ii) 농부가 아포믹 작물을 사용하도록 설득하는 두 가지 이유를 기술하십시오.[Delhi 2014 C]
앤.(i)일부 풀의 종자는 수정 없이 종자를 발달시킨다. 이는 2배체 난세포가 직접적으로(감수분열 및 융합을 거치지 않고) 배아로 발달하거나, 또는 배낭을 둘러싸고 있는 핵 또는 외피의 일부 2배체 세포가 내부로 돌출되어 배아로 발달하기 때문일 수 있다. 수정 없이 배와 종자가 발달하는 현상을 아포믹시스(apomixis)라고 하며, 이렇게 생산된 종자를 아포믹틱(apomictic)이라고 합니다.
(ii) apomixis 유전자를 잡종 종자에 도입하면 apomictic 종자가 생성되어 무성 생식 또는 복제 종자 생산이 발생합니다. 그러나 이러한 아포믹틱 종자가 생산 비용을 낮추고 수확량을 증가시키기 때문에 농부들에게 유리한 주요 이점입니다. 또한 잡종 종자와 달리 매년 생산할 필요가 없고 저장할 수 있어 시간과 비용을 절약할 수 있습니다.

23.그 이유를 말하시오?
(i) 속씨식물에 있는 대부분의 접합체는 일정량의 배유가 형성된 후에만 분열합니다.
(ii) 땅콩 종자는 알부민성이며 피마자 종자는 알부민성입니다.
(iii) Micropyle은 종자의 종자 코트에 작은 구멍으로 남아 있습니다.
(iv) 종자가 성숙함에 따라 난자의 외피가 단단해지고 수분함량이 크게 감소한다.
(v)사과와 캐슈넛은 진정한 과일이 아닙니다.[All India 2011,2008]
안스.(i) 속씨식물의 접합체는 발달 중인 배아의 영양을 보장하기 위한 적응 전략으로 일정량의 배젖이 형성된 후에야 대부분 분열합니다.
(ii) (a) 발달 중인 배아가 배유를 완전히 활용하기 때문에 땅콩 종자는 고외질입니다. 따라서 종자에 배유가 남지 않습니다.
(b) 피마자 종자는 배유가 발달 중인 배에 의해 완전히 소모되지 않기 때문에 알부민이다. 씨앗에는 항상 일정량의 배유가 남아 있습니다.
(iii) Micropyle는 종자 발아 동안 물과 산소의 유입을 허용합니다.
(iv) 불리한 조건에서 종자는 휴면 상태가 됩니다. 수분 손실은 종자의 대사 활동을 감소시키고 외피를 단단하게 합니다.
(v)이 과일에서 시상은 과일 형성에 기여합니다. 그래서 그들은 진정한 과일이라고 불리지 않습니다.

24.(i) 알부민 종자의 라벨이 붙은 종단면도를 그립니다.
(ii) 종자는 꽃 피는 식물에 어떤 이점이 있습니까?[All India 2010,2008]
안스.(i) 알부민 종자의 LS는

(ii) 꽃이 피는 식물에 대한 종자의 이점은 다음과 같습니다.
(a) 가장 섬세한 단계의 배아를 보호합니다.
(b) 새로운 서식지로의 확산을 돕습니다.
(c) 충분한 식량 비축량을 보유하십시오.
(d) 유전적 변이를 생성합니다.
(e) 종자는 수분 및 수정과 관련이 있습니다.

25. 쌍자엽 식물의 수정된 배 주머니에서 접합체가 배아로, 일차 배유 핵이 배유로 발달하는 과정을 설명하십시오. [전 인도 2010 c]
안스.배유의 발달
(i) 배의 발달은 속씨식물의 배유 발달 후에 일어난다.
(ii) 배유 발달의 세 가지 방법은 다음과 같습니다.
(a) 핵형 (b) 세포형
(c) 나선형
(iii) 핵형은 삼배체 1차 배유핵(PEN)이 세포질분열 없이 반복되는 유사분열을 겪는 일반적인 방법이다. 이 단계를 자유핵 배유라고 합니다.
(iv) 세포벽 형성은 말초에서 시작되고 배유는 완전히 세포가 됩니다. 코코넛, 쌀 등
(v) 배유의 세포는 식품 재료를 저장합니다.
(vi) 배유는 완두콩, 콩, 겨자 등과 같이 종자가 성숙하기 전에 발달 중인 배에 의해 완전히 이용될 수 있다. 이러한 종자를 비알부민 또는 배유종자라 한다.
(vii) 피마자, 옥수수, 코코넛, 쌀 등과 같은 종자에서 일부는 성숙한 종자에 남아 있을 수 있으며 이러한 종자를 알부민 또는 배유 종자라고 합니다.
쌍자엽 식물의 배 발달
(i) 일정량의 배유가 형성된 후에 배 형성이 시작됩니다.
(ii) 접합체는 유사분열로 분열하여 전배아를 형성합니다.
(iii) 구형 및 하트 모양의 배아가 형성되어 최종적으로 말굽 모양의 성숙한 배아가 됩니다.
(iv) 쌍자엽 식물에서 배아는 2개의 떡잎과 그 사이의 배축으로 구성됩니다.
(v) 자엽의 부착 수준 위의 배축 부분은 외배엽이고 깃털에서 끝난다.
(vi) 배축 중 떡잎 부착면 아래 부분이 배축이고, 뿌리끝(뿌리끝)이 된다.

26.(i) 쌍자엽 식물에서 syngamy 후 배의 발달을 추적하십시오.
(ii) 배유 발달은 배 발달에 선행한다. 설명.
(iii) 성숙한 쌍자엽 배아의 도표를 그리고 그 안에 자엽, 자두, 유근 및 배축을 표시하십시오. [전인도 2009,2008]
앤.(NS) syngamy 후 배아의 발달.
(a) 배의 발달은 일정량의 배유가 형성된 후에 시작됩니다. 그것은 발달 중인 배아의 확실한 영양을 위한 적응입니다. 따라서 배유의 발달은 배아의 발달에 선행한다. 성숙한 알부민 종자에서 배유의 역할은 성장하는 배아를 위한 예비 식량을 저장하는 것입니다.
(b) 성숙한 배아낭의 발달 중 배아 단계는 다음과 같습니다.

(ii) (a) 배의 발달은 일정량의 배유가 형성된 후에 시작됩니다. 그것은 발달 중인 배아의 확실한 영양을 위한 적응입니다. 따라서 배유의 발달은 배아의 발달에 선행한다. 성숙한 알부민 종자에서 배유의 역할은 성장하는 배아를 위한 예비 식량을 저장하는 것입니다.
(b) 성숙한 배아낭의 발달 중 배아 단계는 다음과 같습니다.

(iii) 성숙한 쌍자엽 배아.
쌍떡잎식물의 성숙한 배아의 표지도는 아래와 같다.

기타 질문

5점 질문

1.(i) 꽃가루 튜브가 속씨식물의 배낭으로 들어가는 것을 보여주는 암술의 LS와 레이블과 암술머리, 스타일 및 난소 이외의 6개 부분을 그립니다.
(ii) 수정란이 속씨식물의 난소 내에서 겪는 변화를 쓰십시오. [전인도 2013]
안스.(i) 성숙한 배아낭의 발달 중 배아 단계는 다음과 같습니다.

(ii) 속씨 식물의 난소 내 수정된 난자에서 일어나는 변화는 다음과 같습니다.
수정되지 않은 난자 - 종자
푸니쿨루스 - 현재
외피 - 종자 코트
(a) 외부 - 테스타
(b) 내부 - 테그만
극핵 - 배유
Nucellus - 사용되었거나 남은 잔정
대척 - 퇴화
Synergid - 퇴화
알 —배아

2.(i) 옆에 있는 다이어그램에 표시된 A와 B 부분이 각각 발전하는 구조의 이름을 지정하십시오.
(ii) B가 알부민 및 exalbuminous 종자에서 겪는 발달 과정을 설명하십시오. 이 씨앗들 각각에 대해 한 가지 예를 들어 보십시오. [외국인 2011]

답변(i)A 부분은 배아로 발달합니다. B 부분은 배유로 발달합니다.
(ii) 배유 형성
(a) 1차 배유 세포는 반복적으로 분열하여 3배체 배유 핵을 형성한다.
(b) 1차 배유 핵은 연속적인 자유 핵 분열을 거쳐 다수의 자유 핵을 생성합니다. 이 단계에서 그것은 자유 핵 배유라고합니다.
(c)벽 형성은 주변부에서 일어나 중앙으로 진행하고 배유는 세포가 된다.
(d) 알부민 종자의 경우 발달중인 배아가 완전히 소비하지 않기 때문에 성숙한 종자에 일정량의 배유가 남아 있습니다.
예를 들어 밀/옥수수.
(e) 외알부민 종자에서 배유는 종자 성숙 전에 발달 중인 배에 의해 완전히 소비되고,
예를 들어 완두콩/땅콩.

3.(i) 풀 배아의 LS에 대한 레이블이 있는 다이어그램을 그립니다(6개의 레이블).
(ii) 다음 각 항목에 대한 이유를 제시하십시오.
(a) 속씨 꽃의 꽃밥은 이방성(dithecous)으로 설명됩니다.
(b) 잡종 종자는 해마다 생산되어야 한다. [전인도 2011]
안스.(i) 잔디 배아의 LS.

(ii) (a) 전형적인 속씨식물 꽃밥은 2엽으로 되어 있으며 각 엽에는 2개의 소낭이 있습니다. 따라서 꽃밥은 dithecous라고합니다.
(b) 잡종 종자는 형질의 분리를 나타내며 식물에서 잡종 특성을 유지하지 않습니다. 따라서 매년 생산해야 하며 보관할 수 없습니다.

4. 이중 수정을 설명하고 전형적인 쌍자엽 식물에서 종자 형성으로 이어지는 순차적인 수정 후 과정을 추적합니다.[All India 2008 C Foreign 2010]
앤.(i) 시비 후 사건은 다음과 같이 추적할 수 있습니다.

  • 배젖의 발달, 종자의 확대 및 열매 형성.
  • 접합체는 배아로 발달합니다.
  • 중심세포는 일차배유세포가 되고 일차배유핵은 배유로 발달한다.
  • Antipodals와 synergids가 퇴화합니다.
  • 외피는 종자 코트로 발전합니다.
  • 난자는 씨앗으로 익습니다.
  • 난소가 익어서 열매를 맺습니다.

쌍자엽 식물의 배 발달
(i) 일정량의 배유가 형성된 후에 배 형성이 시작됩니다.
(ii) 접합체는 유사분열로 분열하여 전배아를 형성합니다.
(iii) 구형 및 하트 모양의 배아가 형성되어 최종적으로 말굽 모양의 성숙한 배아가 됩니다.
(iv) 쌍자엽 식물에서 배아는 2개의 떡잎과 그 사이의 배축으로 구성됩니다.
(v) 자엽의 부착 수준 위의 배축 부분은 외배엽이며 깃털에서 끝난다.
(vi) 배축 중 떡잎 부착면 아래 부분이 배축이고, 뿌리줄기(뿌리끝)가 된다.
Class 12 BiologyClass 12 BiologyNCERT 솔루션 홈 페이지에 대한 중요 질문


비뇨생식기 영상

병리학

투명 세포 유형(RCC의 65%). 세포 기원: 근위 세뇨관. 세포유전학적 이상: 염색체 3p 결실, von Hippel-Lindau(VHL) 유전자 돌연변이(종양 억제 유전자)

유두 세포 유형(Chromophil)(15%). 세포 기원: 근위 세뇨관. 세포유전학적 이상: 염색체 3q, 7, 12, 16, 17, 20의 삼염색체 Y 염색체 손실

발색성 세포 유형(10%). 세포 기원: 피층 집합관에 삽입된 세포. 세포유전학적 이상: 염색체 1, 2, 6, 10, 13, 17, 21번 염색체의 monosomies – hypodiploidy

종양세포종(5%). 세포 기원: 피층 집합관의 삽입된 세포. 세포유전학적 이상: 염색체 1과 Y의 손실

분류되지 않은 세포 유형(RCC의 5%). 육종, 집합관 종양, 기타


줄기세포 분화란? (사진과 함께)

줄기세포 분화는 분화되지 않은 줄기세포가 성숙한 적혈구와 같은 특정 유형의 조직으로 발달하는 과정입니다. 이것은 신체가 기능하기 위해 새로운 특수 세포의 지속적인 공급이 필요하기 때문에 초기 배아 발달에서 성인기에 이르기까지 삶의 모든 단계에서 발생합니다. 다양한 세포 유형에 대한 환경 및 생물학적 유발 요인을 포함하여 여러 요인이 세포 분화에 관여합니다.

줄기 세포가 성숙할 수 있는 다양한 종류의 세포의 수는 그 효능에 의해 반영됩니다. 전능성 세포는 성숙기에 모든 종류의 세포로 발달할 수 있습니다. 이러한 세포는 모든 세포가 배아가 발달하기 위해 다양한 세포를 생성할 수 있어야 하는 배아 발달의 초기 배반포 단계에서 발견됩니다. 배아 발달이 진행됨에 따라 줄기 세포는 자연에서 만능이 되어 다양한 세포 유형으로 분화할 수 있지만 전부는 아닙니다.

다능성 줄기 세포는 여러 관련 세포 유형으로 분화할 수 있습니다. 예를 들어, 다양한 종류의 혈액 세포를 생성하는 조혈 세포는 줄기 세포 분화를 거쳐 백혈구 또는 적혈구로 변할 수 있습니다. 그러나 그것들은 위벽이나 뉴런으로 변할 수 없습니다. 이러한 성질의 다능성 세포는 닳고 손상된 오래된 세포를 대체하기 위해 지속적으로 신선한 세포를 공급하기 위해 성인 유기체에서 일반적으로 발견됩니다.

줄기세포 분화에서 줄기세포는 성숙을 시작하라는 신호를 받습니다. 세포는 성숙한 세포가 되기 전에 여러 생애 단계를 거칠 수 있습니다. 어느 단계에서든 오류가 발생할 수 있으며 셀이 기형이 되거나 다른 문제가 발생할 수 있습니다. 면역 체계는 그러한 세포가 완전히 발달하여 문제를 일으킬 기회를 갖기 전에 세포를 파괴하고 구성 요소를 재활용하기 위해 개입할 수 있도록 계속 감시합니다. 신체는 무엇보다도 새로운 혈액과 피부 세포를 끊임없이 필요로 하며 이러한 요구를 충족시키기 위해 줄기 세포 분화에 의존합니다.

과학 연구자들은 전능성과 만능성 특성 때문에 배아 줄기 세포 분화에 특별한 관심을 가지고 있습니다. 그들은 배아 발달을 연구하여 세포가 어떻게 성숙하고 배아가 발달함에 따라 다양한 구조가 발생하는 순서에 대해 자세히 알아봅니다. 이것은 선천적 결함과 유기체의 생물학적 역사에 대한 중요한 정보를 제공할 수 있습니다. 많은 유기체는 다른 종의 완전히 성숙한 표본처럼 근본적으로 다르게 보이기 시작하는 특정 단계까지 평행한 배아 발달을 보입니다. 이러한 발달상의 유사성은 다양한 유기체의 진화 역사를 암시할 수 있습니다.

몇 년 전 이 사이트에 기여하기 시작한 이래로 Mary는 InfoBloom 연구원이자 작가가 되는 흥미진진한 도전을 받아들였습니다. Mary는 Goddard College에서 인문계 학위를 받았으며 여가 시간에는 책을 읽고, 요리하고, 대자연을 탐험하며 보냅니다.

몇 년 전 이 사이트에 기여하기 시작한 이래로 Mary는 InfoBloom 연구원이자 작가가 되는 흥미진진한 도전을 받아들였습니다. Mary는 Goddard College에서 인문계 학위를 받았으며 여가 시간에는 책을 읽고, 요리하고, 대자연을 탐험하며 보냅니다.


전능성 대 다능성 대 다능성 비교 차트

생성할 수 있는 세포 유형

모든 세포 유형으로 분화

세 가지 배엽 중 하나에서 세포로 분화

제한된 범위의 세포 유형으로 분화

배아줄기세포, 유도만능줄기세포

조혈줄기세포, 신경줄기세포, 간엽줄기세포

수정란의 초기 세포

배반포의 내부 덩어리 세포

다능성 유전자의 발현

계통 특이적 유전자의 발현

연구에서 사용의 장점

윤리적 문제가 적고 동일한 환자에게서 면역 거부 반응이 나타날 가능성이 적습니다.

연구에서 사용의 단점

윤리적 문제, 기형종 형성

분리하기 어려움, 제한된 분화, 희소성

1 Hima Bindu A, Srilatha B (2011) 다양한 유형의 줄기 세포의 효능 및 이식. J 줄기 세포 해상도 1:115. 도이:10.4172/2157-7633.1000115


토티포텐트란?

특정 유기체에서 모든 종류의 분화된 세포를 생성할 수 있는 줄기 세포는 전능성으로 간주됩니다. 이는 이러한 세포가 분화 가능성이 가장 높다는 것을 의미합니다. 접합체와 포자는 전능성 세포의 두 가지 예입니다. 그러나 일부 분화된 세포는 또한 전능성 상태로 돌아갈 수 있습니다.

인간에서 접합자는 정자에 의해 난자가 수정된 후에 형성됩니다. 접합체는 유사 분열에 의해 분할되어 나중에 전능성이 되는 동일한 세포를 생성합니다. 접합체는 상실배를 형성하고, 이는 배반구를 형성하기 위해 더 분할됩니다. 자궁 내막에 배반 세포를 이식한 후 분화 과정이 시작됩니다. 이 단계를 배아 단계라고 하며 외부 영양막과 내부 세포 덩어리라고 하는 두 개의 세포 덩어리를 분리합니다. 따라서 영양막과 내부 세포 덩어리는 상실배의 전능 세포와 구별됩니다. 그런 다음 내부 세포 덩어리는 내배엽, 중배엽 또는 외배엽의 세 가지 배엽으로 분화하여 만능이 됩니다. 이 3개의 배엽층은 다능성이 되어 신체에서 다양한 유형의 특수 세포를 생성합니다. 따라서 인간의 전능성 줄기세포는 200가지 이상의 구별되는 유형의 인체 세포가 있는 모든 유형의 신체 세포로 분화할 수 있습니다.

그림 1: 전능성 배아 줄기 세포의 분화


중배엽의 분화

그림 6.29: 신경배기 배아의 체절. 범례(네덜란드어): dooierzak = 난황, amnionvlies = 양막, somieten = 체절, neurale buid = 신경관, neurale plooien = 신경 주름. 이미지 크레디트: Henrey Gray의 “Plate 20”은 공개 도메인 CC0에 있습니다.

체절 형성

신경화와 동시에 중배엽은 분화를 겪는다. 중배엽은 ← 중간엽의 무정형 층으로 시작합니다. 그런 다음 중간 엽의 영역은 체절이라고 불리는 반복되는 구형 구조에서 꼬집어지고 배아의 전후방 축을 따라 분절을 형성합니다. The fate of the somites is to become solid organs, either repeating units of connective tissue such as the ribs and vertebrae, or repeating units of muscle tissue such as the rectus abdominus and intercostal muscles. The formation of each somite involves a mesenchymal-to-epithelial transition , some mesenchymal stem cells differentiate into an epithelium that separates one somite from the next. Because they form in left/right pairs, the production of matching lateral structures is relatively simple (such as left and right biceps brachii muscles). On the other hand, formation of a single structure from somitic mesodem (such as one sternum) requires fusion of two bilateral structures.

There are other regions of mesoderm besides somites and notochord , such as splanchnic, lateral plate and paraxial mesoderm. Differentiating between all types of mesoderm is not essential for understanding clinical concepts in dental hygiene.

Figure 6.30: Development of the heart from two heart tubes. Image credit: “ illustration ” by OpenStax, is licensed CC BY 3.0

Formation of the heart

In the 3 rd week of development, mesoderm begins to develop into blood, the heart and the circulatory system. Mesenchymal stem cells first differentiate into blood islands. Next, angiogenesis begins. Two large blood vessels fuse– with some help from neural crest cells — to form the primitive heart, which begins beating.


Microtubule (MT)-bound motors promote bipolar spindle formation, whereas chromosome-associated motors drive proper kinetochore orientation and chromosome movement to the equator.

Box 1 Box 2 Box 3 Box 4 상자 5
Motor-dependent mechanisms establish bipolarity as Eg5 (kinesin-5) motors slide antiparallel microtubules apart with their minus ends leading and their plus ends directed toward the spindle equator. Minus end–directed motors such as dynein move microtubules poleward with their minus ends leading, thereby incorporating K-fibers into the spindle and focusing spindle poles. Kinetochore-associated dynein transports chromosomes along astral microtubules toward the spindle poles from the periphery. Plus end–directed chromokinesins (kinesin-4 and -10) eject chromosome arms outward. CENP-E (kinesin-7) transports unattached kinetochores toward the equator along spindle microtubules. MTOC, microtubule organizing centre.


Establishing the first stem cells

One of the most extraordinary features of plants is that they continuously grow and generate new organs during their life cycle. This growth and regeneration originates from stem cells that reside in the SAM, the RAM and the cambium. Within the SAM and RAM, a small population of cells, called the organising centre, divides slowly to provide cell supplies for the surrounding stem cells (Weigel and Jürgens, 2002). The organising centres are also important for maintaining the stem cell identity of adjacent cells (Scheres, 2007). However, regardless of their type, all stem cells originate during embryogenesis and therefore their determination is of vital importance for post-embryonic development.

현재, WUS 그리고 WOX5 are recognised as markers for the shoot and root organising centres, respectively (Sarkar et al., 2007), and these genes are activated at the globular stage of embryogenesis (Mayer et al., 1998 Haecker et al., 2004). True markers for the stem cells themselves, however, have not yet surfaced, making it difficult to study their origin. Whether such universal stem cell markers exist in plants is also unclear. The development and maintenance of the SAM and RAM are thoroughly discussed in several excellent reviews (Aichinger et al., 2012 Lau et al., 2012 Perales and Reddy, 2012 Perilli et al., 2012 Wendrich and Weijers, 2013). Here, we focus on the first SAM and RAM determination steps in the developing embryo.

Several molecular pathways have been identified that regulate the organisation of the SAM. Many of the genes involved are expressed during early embryogenesis, which makes these pathways candidates for controlling stem cell establishment. In addition to well-known factors such as the KNOTTED-1 homeodomain protein homologue SHOOT MERISTEMLESS (STM) (Long et al., 1996) and class III HD-ZIP factors (Prigge et al., 2005), further genes were recently shown to regulate WUS expression and SAM formation (Fig. 6). For example, the class II HD-ZIP genes ATHB2, HOMEOBOX ARABIDOPSIS THALIANA 1 (HAT1), HAT2, HAT3 그리고 ATHB4, which are known to be involved in the shade avoidance response, carpel margin development and leaf polarity (Bou-Torrent et al., 2012 Reymond et al., 2012 Ruberti et al., 2012), were recently shown to be expressed in the early embryo (Turchi et al., 2013). 에 hat3-3 athb4-1 double-mutant seedlings, SAM activity, as indicated by the expression of WUS 그리고 CLV3 (Fletcher et al., 1999 Schoof et al., 2000), is reduced. Several class II HD-ZIP genes, including HAT2, HAT3 그리고 ATHB4, are directly regulated by the class III HD-ZIP gene REV, suggesting that the HD-ZIP III genes might regulate development through activation of the HD-ZIP II genes (Fig. 6) (Brandt et al., 2012 Reinhart et al., 2013).

SAM formation in the mid-globular stage embryo. In the upper inner tissue, HD-ZIP III genes regulate WUS expression, possibly through activation of HD-ZIP II genes, and hence SAM formation. The non-cell-autonomous action of miR394B from the protodermal layer represses LCR activity in the subtending cells, enabling the expression of WUS, which in turn regulates SAM maintenance.

SAM formation in the mid-globular stage embryo. In the upper inner tissue, HD-ZIP III genes regulate WUS expression, possibly through activation of HD-ZIP II genes, and hence SAM formation. The non-cell-autonomous action of miR394B from the protodermal layer represses LCR activity in the subtending cells, enabling the expression of WUS, which in turn regulates SAM maintenance.

Recently, the importance of miR394B, acting non-cell-autonomously from within the protodermal layer, during SAM formation has been uncovered. In a screen for enhancers of the weak ago10-1 mutant that induces SAM defects at low frequency, the mir394b mutant was found to dramatically enhance the SAM defect (Knauer et al., 2013). miR394B is ubiquitously expressed at the early globular stage, and during SAM establishment its expression is restricted to the L1 layer (Fig. 6). 하지만, miR394B transcripts can be detected in the subjacent three layers, suggesting a non-cell-autonomous function of miR394B in SAM formation. The direct target of miR394B ~이다 LEAF CURLING RESPONSIVENESS (LCR), which contains a SKP2-like F-box domain, suggesting that it functions by targeting proteins for degradation by the 26S proteasome (Bai et al., 1996 Jones-Rhoades and Bartel, 2004 Knauer et al., 2013). 에서 mir394b mutant, which harbours a single nucleotide mutation that disables the degradation of LCR mRNA, CLV3 그리고 WUS expression initiate correctly but fail to be maintained afterwards, indicating that the removal of LCR is crucial for SAM maintenance but not for its initiation (Knauer et al., 2013). Thus, although regulators of SAM function have been identified (Fig. 6), there is clearly a gap in our knowledge with regards to SAM establishment during embryogenesis.

The ontogeny of the RAM is very different from that of the SAM, as it involves the specification of the uppermost suspensor cell, the hypophysis. This cell further divides asymmetrically to form a smaller lens-shaped cell and a larger basal cell (Fig. 1). Both the hypophysis and its lens-shaped descendant express the WOX5 marker (Sarkar et al., 2007), and the specification of the hypophysis can thus be regarded as the initiation of the root meristem. Hypophysis specification is regulated by the plant hormone auxin (Fig. 7), and mutations in components of auxin biosynthesis, transport, perception or response all cause defects in hypophysis division and RAM formation (reviewed by Möller and Weijers, 2009). An auxin response maximum, detected through the use of the synthetic auxin response reporter DR5 (Friml et al., 2003), can be observed in the uppermost suspensor cell, i.e. the hypophysis, upon its specification. This auxin response maximum is the result of polar PIN1 localisation (Friml et al., 2003) and, hence, polar auxin transport (PAT see Box 3). Up until this stage, PIN1 is expressed without polarity, but it then begins to be localised to the basal cell membrane in the provascular cells next to the hypophysis and actively transports auxin into the hypophysis, which triggers gene expression changes and thereby contributes to hypophysis specification (Fig. 7) (Lokerse and Weijers, 2009 Weijers and Friml, 2009). MP, in addition to regulating vascular tissue formation (as discussed above), also controls hypophysis specification (Fig. 7), and mp mutant embryos show aberrant hypophysis division (Hardtke and Berleth, 1998). Mutation of bdl (iaa12), which stabilises the BDL protein, also leads to an mp-like phenotype (Hamann et al., 1999,, 2002). 특히, 의원 그리고 BDL are active in cells adjacent to the hypophysis, suggesting that a non-cell-autonomous factor is needed to regulate hypophysis determination. Auxin transport from MP-expressing cells to the hypophysis also depends on MP (Weijers et al., 2006) hence, auxin itself represents such a non-cell-autonomous signal (Fig. 7). However, since auxin response reporters mark more suspensor cells than just the hypophysis (Friml et al., 2003), it is likely that additional signals are required for the specification of the hypophysis. Among the direct MP targets, the small bHLH transcription factor TMO7 was shown to behave as such a second signal. TMO7 is expressed in cells adjacent to the hypophysis, but the TMO7 protein moves into the hypophysis (Fig. 7) (Schlereth et al., 2010). Suppression of TMO7 by RNA interference or an artificial microRNA leads to abnormal hypophysis division and rootless seedlings, similar to mp mutants, demonstrating the biological significance of TMO7 in hypophysis determination.

Auxin is unique among plant hormones in that it has a dedicated transport system. This so-called polar auxin transport (PAT) is an important mechanism in plants that channels auxin into specific tissues in order to trigger or maintain certain developmental responses. PAT is facilitated by auxin influx and efflux carriers, whose polar subcellular localisations determine the directionality of auxin flow (reviewed by Zažímalová et al., 2010). Auxin flow directionality mainly depends on the polarised subcellular localisation of the PIN-FORMED (PIN) auxin transporters (Petrásek et al., 2006 Wis´niewska et al., 2006). Conversely, auxin regulates its own transport by controlling the expression of PIN genes, PIN protein redistribution and degradation (Vieten et al., 2005 Paciorek et al., 2005), thereby contributing to a complex pattern of feedback regulation. PAT and the establishment of auxin maxima control embryo development. Accordingly, auxin distribution changes dynamically at key steps of embryo development (Friml et al., 2003). After the first division of the zygote, apical cell development requires PAT (Friml et al., 2003). At this stage, auxin is locally produced in the cells of the suspensor (Robert et al., 2013). In these cells, PIN7 is polarly localised toward the proembryo (Friml et al., 2003) and mediates directional auxin flow to the proembryo, where the resulting auxin response maximum contributes to its specification (Lokerse and Weijers, 2009 Weijers and Friml, 2009). At the early globular stage, the onset of localised auxin biosynthesis in the proembryo is required for PIN1 polarisation in the inner proembryonic cells, resulting in a basal auxin response maximum and specification of the future root pole (Friml et al., 2003). Thus, PAT and distinct local auxin sources orient apical-basal axis formation plant during embryogenesis (Robert et al., 2013 Wabnik et al., 2013).


내용물

Totipotency (Lat. totipotentia, "ability for all [things]") is the ability of a single cell to divide and produce all of the differentiated cells in an organism. Spores and zygotes are examples of totipotent cells. [4] In the spectrum of cell potency, totipotency represents the cell with the greatest differentiation potential, being able to differentiate into any embryonic cell, as well as extraembryonic cells. In contrast, pluripotent cells can only differentiate into embryonic cells. [5] [6]

It is possible for a fully differentiated cell to return to a state of totipotency. [7] This conversion to totipotency is complex, not fully understood and the subject of recent research. Research in 2011 has shown that cells may differentiate not into a fully totipotent cell, but instead into a "complex cellular variation" of totipotency. [8] Stem cells resembling totipotent blastomeres from 2-cell stage embryos can arise spontaneously in mouse embryonic stem cell cultures [9] [10] and also can be induced to arise more frequently 시험관 내 through down-regulation of the chromatin assembly activity of CAF-1. [11]

The human development model is one which can be used to describe how totipotent cells arise. [12] Human development begins when a sperm fertilizes an egg and the resulting fertilized egg creates a single totipotent cell, a zygote. [13] In the first hours after fertilization, this zygote divides into identical totipotent cells, which can later develop into any of the three germ layers of a human (endoderm, mesoderm, or ectoderm), or into cells of the placenta (cytotrophoblast or syncytiotrophoblast). After reaching a 16-cell stage, the totipotent cells of the morula differentiate into cells that will eventually become either the blastocyst's Inner cell mass or the outer trophoblasts. Approximately four days after fertilization and after several cycles of cell division, these totipotent cells begin to specialize. The inner cell mass, the source of embryonic stem cells, becomes pluripotent.

Research on Caenorhabditis elegans suggests that multiple mechanisms including RNA regulation may play a role in maintaining totipotency at different stages of development in some species. [14] Work with zebrafish and mammals suggest a further interplay between miRNA and RNA-binding proteins (RBPs) in determining development differences. [15]

Primordial germ cells Edit

In mouse primordial germ cells, genome-wide reprogramming leading to totipotency involves erasure of epigenetic imprints. Reprogramming is facilitated by active DNA demethylation involving the DNA base excision repair enzymatic pathway. [16] This pathway entails erasure of CpG methylation (5mC) in primordial germ cells via the initial conversion of 5mC to 5-hydroxymethylcytosine (5hmC), a reaction driven by high levels of the ten-eleven dioxygenase enzymes TET-1 and TET-2. [17]

In cell biology, pluripotency (Lat. pluripotentia, "ability for many [things]") [18] refers to a stem cell that has the potential to differentiate into any of the three germ layers: endoderm (interior stomach lining, gastrointestinal tract, the lungs), mesoderm (muscle, bone, blood, urogenital), or ectoderm (epidermal tissues and nervous system), but not into extra-embryonic tissues like the placenta. [19] However, cell pluripotency is a continuum, ranging from the completely pluripotent cell that can form every cell of the embryo proper, e.g., embryonic stem cells and iPSCs (see below), to the incompletely or partially pluripotent cell that can form cells of all three germ layers but that may not exhibit all the characteristics of completely pluripotent cells.

Induced pluripotency Edit

Induced pluripotent stem cells, commonly abbreviated as iPS cells or iPSCs, are a type of pluripotent stem cell artificially derived from a non-pluripotent cell, typically an adult somatic cell, by inducing a "forced" expression of certain genes and transcription factors. [20] These transcription factors play a key role in determining the state of these cells and also highlights the fact that these somatic cells do preserve the same genetic information as early embryonic cells. [21] The ability to induce cells into a pluripotent state was initially pioneered in 2006 using mouse fibroblasts and four transcription factors, Oct4, Sox2, Klf4 and c-Myc [22] this technique, called reprogramming, later earned Shinya Yamanaka and John Gurdon the Nobel Prize in Physiology or Medicine. [23] This was then followed in 2007 by the successful induction of human iPSCs derived from human dermal fibroblasts using methods similar to those used for the induction of mouse cells. [24] These induced cells exhibit similar traits to those of embryonic stem cells (ESCs) but do not require the use of embryos. Some of the similarities between ESCs and iPSCs include pluripotency, morphology, self-renewal ability, a trait that implies that they can divide and replicate indefinitely, and gene expression. [25]

Epigenetic factors are also thought to be involved in the actual reprogramming of somatic cells in order to induce pluripotency. It has been theorized that certain epigenetic factors might actually work to clear the original somatic epigenetic marks in order to acquire the new epigenetic marks that are part of achieving a pluripotent state. Chromatin is also reorganized in iPSCs and becomes like that found in ESCs in that it is less condensed and therefore more accessible. Euchromatin modifications are also common which is also consistent with the state of euchromatin found in ESCs. [25]

Due to their great similarity to ESCs, iPSCs have been of great interest to the medical and research community. iPSCs could potentially have the same therapeutic implications and applications as ESCs but without the controversial use of embryos in the process, a topic of great bioethical debate. In fact, the induced pluripotency of somatic cells into undifferentiated iPS cells was originally hailed as the end of the controversial use of embryonic stem cells. However, iPSCs were found to be potentially tumorigenic, and, despite advances, [20] were never approved for clinical stage research in the United States. Setbacks such as low replication rates and early senescence have also been encountered when making iPSCs, [26] hindering their use as ESCs replacements.

Additionally, it has been determined that the somatic expression of combined transcription factors can directly induce other defined somatic cell fates (transdifferentiation) researchers identified three neural-lineage-specific transcription factors that could directly convert mouse fibroblasts (skin cells) into fully functional neurons. [27] This result challenges the terminal nature of cellular differentiation and the integrity of lineage commitment and implies that with the proper tools, 모두 cells are totipotent and may form all kinds of tissue.

Some of the possible medical and therapeutic uses for iPSCs derived from patients include their use in cell and tissue transplants without the risk of rejection that is commonly encountered. iPSCs can potentially replace animal models unsuitable as well as 시험관 내 models used for disease research. [28]

Naive vs. primed pluripotency states Edit

Recent findings with respect to epiblasts before and after implantation have produced proposals for classifying pluripotency into two distinct phases: "naive" and "primed". [29] The baseline stem cells commonly used in science that are referred as embryonic stem cells (ESCs) are derived from a pre-implantation epiblast such epiblast is able to generate the entire fetus, and one epiblast cell is able to contribute to all cell lineages if injected into another blastocyst. On the other hand, several marked differences can be observed between the pre- and post-implantation epiblasts, such as their difference in morphology, in which the epiblast after implantation changes its morphology into a cup-like shape called the "egg cylinder" as well as chromosomal alteration in which one of the X-chromosomes under random inactivation in the early stage of the egg cylinder, known as X-inactivation. [30] During this development, the egg cylinder epiblast cells are systematically targeted by Fibroblast growth factors, Wnt signaling, and other inductive factors via the surrounding yolk sac and the trophoblast tissue, [31] such that they become instructively specific according to the spatial organization. [32]

Another major difference that was observed, with respect to cell potency, is that post-implantation epiblast stem cells are unable to contribute to blastocyst chimeras, [33] which distinguishes them from other known pluripotent stem cells. Cell lines derived from such post-implantation epiblasts are referred to as epiblast-derived stem cells which were first derived in laboratory in 2007 despite their nomenclature, that both ESCs and EpiSCs are derived from epiblasts, just at difference phases of development, and that pluripotency is still intact in the post-implantation epiblast, as demonstrated by the conserved expression of Nanog, Fut4, and Oct-4 in EpiSCs, [34] until somitogenesis and can be reversed midway through induced expression of Oct-4. [35]

Multipotency describes progenitor cells which have the gene activation potential to differentiate into discrete cell types. For example, a multipotent blood stem cell —and this cell type can differentiate itself into several types of blood cell like lymphocytes, monocytes, neutrophils, etc., but it is still ambiguous whether HSC possess the ability to differentiate into brain cells, bone cells or other non-blood cell types. [ 인용 필요 ]

New research related to multipotent cells suggests that multipotent cells may be capable of conversion into unrelated cell types. In another case, human umbilical cord blood stem cells were converted into human neurons. [36] Research is also focusing on converting multipotent cells into pluripotent cells. [37]

Multipotent cells are found in many, but not all human cell types. Multipotent cells have been found in cord blood, [38] adipose tissue, [39] cardiac cells, [40] bone marrow, and mesenchymal stem cells (MSCs) which are found in the third molar. [41]

MSCs may prove to be a valuable source for stem cells from molars at 8–10 years of age, before adult dental calcification. MSCs can differentiate into osteoblasts, chondrocytes, and adipocytes. [42]

In biology, oligopotency is the ability of progenitor cells to differentiate into a few cell types. It is a degree of potency. Examples of oligopotent stem cells are the lymphoid or myeloid stem cells. [2] A lymphoid cell specifically, can give rise to various blood cells such as B and T cells, however, not to a different blood cell type like a red blood cell. [43] Examples of progenitor cells are vascular stem cells that have the capacity to become both endothelial or smooth muscle cells.

In cell biology, a unipotent cell is the concept that one stem cell has the capacity to differentiate into only one cell type. It is currently unclear if true unipotent stem cells exist. Hepatoblasts, which differentiate into hepatocytes (which constitute most of the liver) or cholangiocytes (epithelial cells of the bile duct), are bipotent. [44] A close synonym for unipotent cell ~이다 precursor cell.